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¿Cómo puedo obtener una muestra bacteriana uniforme?

¿Cómo puedo obtener una muestra bacteriana uniforme?


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Actualmente estoy realizando un proyecto de investigación en el que probaré la resistencia a los antibióticos de una muestra bacteriana. Debido al riesgo de contaminación durante el transporte, no puedo solicitar una muestra bacteriana uniforme de un laboratorio clínico. Entonces, tengo que producir mi propia muestra. Luego, planeo identificar la morfología de la bacteria para confirmar la especie o tipo.

El escenario ideal es obtener una muestra que sea completamente de una especie de bacteria. Sin embargo, tomar un hisopo, ya sea de algún lugar del laboratorio o del cuerpo, producirá una muestra con múltiples especies bacterianas. ¿Qué fuente de bacterias puede proporcionar la muestra más uniforme, es decir, una muestra con la mayoría de una especie de bacteria? ¿O hay otra forma de obtener una muestra uniforme? Además, tenga en cuenta: realizaré el experimento en el laboratorio de una escuela, por lo que debo poder contener el patógeno de manera segura.

Editar: Recientemente actualicé mi proyecto para que se especifique hacia las pruebas en bacterias presentes en la garganta. Por lo tanto, sería preferible una bacteria presente en esta área o áreas similares.


Puede inocular su muestra en un medio selectivo o un medio de enriquecimiento para matar las especies no deseadas. Por supuesto, deberá realizar una búsqueda bibliográfica para encontrar el medio óptimo para la especie de su interés.

Otra opción es rayar platos así. Con sucesivas 'generaciones' de rayas, el inóculo se diluye, de modo que finalmente se obtienen colonias separadas. Cada colonia está fundada por una sola célula bacteriana: al recoger una de esas colonias, se obtiene una muestra pura.

Para obtener mejores resultados, combine los dos métodos descritos anteriormente cultivando primero en un medio selectivo y luego sembrando en un medio sólido para obtener colonias individuales.


¿Cómo identificamos las bacterias grampositivas Staphylococcus y Streptococcus?

En este laboratorio realizaremos experimentos para identificar las siguientes especies:

  • Staphylococcus aureus: el más patógeno para los humanos puede provocar infecciones cutáneas e intoxicaciones alimentarias pero también se encuentra en la microbiota de la nasofaringe.
  • Staphylococcus epidermidis: forma parte de la flora normal de nuestra piel pero puede provocar infecciones oportunistas
  • Staphylococcus saprophyticus: causa infecciones del tracto urinario
  • Staphylococcus simulans: forma parte de la flora normal de nuestra piel pero puede provocar infecciones oportunistas
  • Streptococcus pyogenes: se puede encontrar en la piel humana y puede causar diversas infecciones (dolor de garganta, piel)
  • Streptococcus pneumoniae: se encuentra en la microbiota de la nasofaringe, puede causar neumonía y meningitis.
  • Streptococcus agalactiae: se encuentra en la microbiota del tracto gastrointestinal y genitourinario, puede causar infecciones neonatales.

PLATO DE AGAR DE SAL DE MANITOL (MSA)

Selectivo para bacterias grampositivas (p. Ej., Staphylococcus). Fermentación del manitol por estafilococos patógenos, como S. aureus y S. simulans. se indica cuando el medio de agar cambia de rojo a amarillo.

AGENTE SELECTIVO: NaCl (sal)

AGENTE DIFERENCIAL: fermentación del azúcar manitol

AISLE LAS BACTERIAS DE SU NARIZ:

En este laboratorio, se le pedirá que aísle varias especies de bacterias de diferentes partes de su cuerpo. Las pruebas bioquímicas posteriores demostrarán la variabilidad observada entre la microbiota de su cuerpo. En esta sesión, aislará las bacterias estafilococos de la nariz y los estreptococos de la garganta.

1. Trabajando con su compañero de laboratorio, recolecte dos placas MSA (placa 1 para muestras nasales, placa dos para las especies bacterianas proporcionadas)

2. Use un hisopo con punta de algodón esterilizado para recolectar una muestra PROFUNDAMENTE en su nariz.

3. Raya asépticamente la muestra de la nariz (NO SFIC, NO CÉSPED) en la mitad de la primera placa MSA. Incubar a 37 ° C

4. Usando un lazo, raye asépticamente (NO SFIC, NO CÉSPED) las tres especies bacterianas provistas en la placa MSA # 2. Incubar a 37 ° C.

Estará comparando el crecimiento entre las tres secciones, así que asegúrese de que sus rayas sean del mismo tamaño.

Rico en nutrientes utilizado para la recuperación de bacterias y hongos de muestras y puede determinar patrones hemolíticos. Nuestros platos están elaborados con sangre de oveja y rsquos.

AGENTE DIFERENCIAL: hemólisis (capacidad para digerir / descomponer glóbulos rojos)

La alfa-hemólisis solo causará una lisis parcial de los glóbulos rojos y aparecerá de color marrón verdoso sin halo. La alfa hemólisis es causada por el peróxido de hidrógeno producido por las bacterias, que oxida la hemoglobina a metahemoglobina verde (por ejemplo, Streptococcus viridans y S. pneumoniae).

& La actividad beta-hemolítica mostrará lisis y digestión completa del contenido de los glóbulos rojos que rodean la colonia, la mayoría son patógenos (por ejemplo, Streptococcus pyogenes)

y la gamma-hemólisis no es hemolítica (Streptococcus salivarius)

6. Recoja una sola placa BAP.

7. Divida un plato BAP por la mitad. Con un hisopo estéril, tome una muestra de la garganta de su compañero y extienda asépticamente un lado de la placa.

8. Su compañero luego tomará una muestra de su garganta y la esparcirá asépticamente en el otro lado del plato. Incubar a 37 ° C.

LA SIGUIENTE PORCIÓN QUE HARÁ COMO MESA:

9. Divida tres placas BAP por la mitad y, con un hisopo estéril, haga de forma aséptica un césped de las especies bacterianas en cada lado, como se muestra a continuación.

10. Coloque el disco de antibiótico apropiado en cada plato. Incubar a 37 ° C.

11. Usando un asa, raye asépticamente (NO SFIC, NO CÉSPED) las tres especies bacterianas provistas en una placa de agar sangre. Incubar a 37 ° C.

Se utiliza para diferenciar Streptococcus agalactiae CAMP-positivo de Streptococcus pyogenes CAMP-negativo. La & beta-lisina producida por & beta-hemolítica

Staphylococcus aureus actúa sinérgicamente con Streptococcus agalactiae para crear una hemólisis mejorada en la región entre los dos cultivos. los

La zona sinérgica no se observa en otros Streptococcus.

PRUEBA DE CAMPAMENTO:

12. Asegúrese de etiquetar cada una de sus rayas en su placa BAP para la prueba CAMP. Las bacterias que necesitará para este ensayo se encuentran en una rejilla al frente de cada mesa. Con un bucle, coloque Staphylococcus aureus en línea recta por el centro de una placa BAP.

13. Con un bucle, raye Streptococcus agalactiae como control perpendicularmente a la racha de S. aureus pero sin tocar.

14. Con un bucle, raye Streptococcus pyogenes en el otro lado de una manera similar e incube a 37 ° C (sin CO2).


Medición del crecimiento bacteriano: 3 formas

Este artículo arroja luz sobre las tres formas de medir el crecimiento bacteriano. Las formas son: 1. Determinación del número de celdas. 2. Determinación de la masa celular. 3. Determinación de la actividad celular.

Camino # 1. Determinación del número de células directamente:

Se extiende uniformemente un volumen conocido de suspensión celular (0,01 ml) sobre un portaobjetos de vidrio dentro de un área específica (1 cm2). A continuación, el frotis se fija, se tiñe, se examina bajo la lente de inmersión en aceite y se cuentan las células.

Dado que no es práctico escanear toda el área, se acostumbra contar las células en unos pocos campos microscópicos. El recuento total de células se determina calculando el número total de campos microscópicos por 1 cm2 de suspensión celular. Para obtener el recuento total de células, se requieren los siguientes cálculos.

(a) Área del campo microscópico = Ï € r 2

r (lente de inmersión en aceite) = 0,08 mm

Área del campo debajo de la lente de inmersión en aceite

Ï € r 2 = 3,14 × (0,08 mm) 2 = 0,02 mm cuadrados

(b) Área del frotis 1 cm2 = 100 mm2

. . . No. de campos microscópicos 100 / 0.02 = 5,000

Número medio de bacterias por campo: 5000 = número de células / 1 cm2, es decir, número de células / 0,01 ml de suspensión.

Método de la cámara de conteo:

Se encuentran disponibles portaobjetos especiales para microscopio con cámaras diseñadas para contener una suspensión celular sobre un área de reglas precisas grabada en el vidrio. La cámara de Petroff-Hausser o hemocitómetro (porque originalmente fue diseñado para contar glóbulos) es una regla con cuadrados de área conocida, y está construida de tal manera que se puede introducir una película de profundidad conocida entre el portaobjetos y el cubreobjetos.

En consecuencia, se conoce con precisión el volumen del líquido que cubre cada escudero.

Método de recuento proporcional:

Una suspensión estándar de partículas, por ejemplo, perlas de plástico, donde se conoce el número de partículas por volumen, se mezcla con una cantidad igual de suspensión celular. Esta suspensión mixta se extiende sobre el portaobjetos, se fija y se tiñe.

A continuación, se cuentan las partículas y las células de cada campo microscópico. Se toma un recuento promedio de las partículas y la celda del número de campos. Por ejemplo, suponga que se obtiene un recuento promedio de 5 partículas y 30 células por campo.

Si el número de partículas en 1 ml de suspensión estándar es 10,000, entonces el número de células por 1 ml de suspensión es:

30/5 × 10,000 = 60,000 células / ml

En este método no es necesario medir la cantidad de suspensión esparcida sobre el portaobjetos.

También se puede utilizar un instrumento electrónico llamado contador Coulter para la enumeración directa de células en una suspensión. La figura 18.31 muestra los principios del contador Coulter. El instrumento es capaz de contar con precisión miles de células en unos pocos segundos.

Sin embargo, el fluido de suspensión debe estar libre de partículas inaminadas (por ejemplo, polvo), ya que las más pequeñas marcarán como células y las más grandes taponarán la abertura a través de la cual pasan las células.

Los métodos de recuento directo son rápidos y sencillos. La morfología de las células también se puede observar cuando se cuentan al microscopio. La principal desventaja de estos métodos es que proporciona un recuento total de células que incluye tanto células viables como no viables.

La precisión también disminuye con suspensiones muy densas y muy diluidas debido a errores estadísticos y de agrupamiento, respectivamente. Las suspensiones muy densas, sin embargo, pueden contarse si se diluyen adecuadamente.

Determinación del número de células indirectamente por el recuento de placas:

El recuento en placa se basa en la suposición de que cada organismo atrapado en un medio de agar nutritivo se multiplicará y producirá una colonia visible. Por tanto, el número de colonias es el mismo que el número de células viables inoculadas en el medio. En este procedimiento (Fig. 18.32), se introduce una suspensión celular debidamente diluida en una placa de Petri.

Se vierte un medio de agar fundido apropiado en la placa de Petri y se mezcla completamente con el inóculo girando la placa. Después de la solidificación del medio, las placas se invierten y se incuban durante 18 a 24 horas. Se selecciona una placa que tiene de 30 a 300 colonias para contar el número de organismos.

El recuento de platos tiene ciertas desventajas. Si la suspensión contiene diferentes especies microbianas, es posible que todas ellas no crezcan en el medio utilizado y en las condiciones de crecimiento especificadas. En segundo lugar, si la suspensión no es homogénea y contiene agregados de células, el recuento de colonias resultante será menor que el número real de organismos, ya que cada agregado producirá solo una colonia.

La técnica del recuento en placa se utiliza de forma rutinaria con resultados satisfactorios para la estimación de la población bacteriana en la leche, el agua, los alimentos y otros materiales. El método es muy sensible, es decir, se pueden contar poblaciones extremadamente altas o muy bajas. Sin embargo, la ventaja más obvia del método es que solo cuenta organismos vivos.

Recuento de filtros de membrana:

Este método es el mismo en principio que el de un recuento de platos. Una suspensión de microorganismos, como en el agua o el aire, si se filtra a través de una membrana de filtro Millipore. Los organismos quedan retenidos en el disco de filtro. A continuación, el disco se coloca en una placa de Petri que contiene un medio adecuado. Se incuban las placas y se observan las colonias en la superficie de la membrana.

El método tiene claras ventajas sobre el recuento de placas. Se puede analizar un gran volumen de muestra, especialmente cuando el número de organismos es muy reducido. En segundo lugar, se pueden detectar varios tipos de microorganismos utilizando medios selectivos en las placas y en diferentes condiciones de crecimiento.

Camino # 2. Determinación de la masa celular.

(a) Medición del peso seco de las células:

Este es el enfoque más directo para la medición cuantitativa de una masa de células. La muestra se centrifuga o filtra y el residuo o el sedimento se lava varias veces para eliminar todas las materias extrañas. A continuación, se seca y se pesa el residuo.

Sin embargo, solo se puede utilizar con suspensiones de células muy densas. Este método es tedioso y se aplica principalmente en investigaciones de investigación. Se usa comúnmente para medir el crecimiento de mohos en ciertas fases del trabajo industrial.

Medición de nitrógeno celular:

El componente principal del material celular es la proteína y el nitrógeno es un componente característico de la proteína. Una población bacteriana o un cultivo celular se puede medir en términos de nitrógeno celular. Las células deben recolectarse como se describe en la primera técnica, y luego el nitrógeno celular se estima mediante análisis químico. Este también es un método tedioso y solo se puede usar con una suspensión celular densa.

(b) Mediciones de turbidez:

Una técnica más utilizada para medir la masa celular es la observación de la capacidad de dispersión de luz de la muestra. Se coloca una suspensión de organismos unicelulares en un colorímetro o espectrofotómetro, y la luz pasa a través de él. La cantidad de luz absorbida o dispersada es proporcional a la masa de células en el camino de la luz.

Cuando las células crecen exponencialmente, el aumento de la masa celular está directamente relacionado con el número de células. Este es un método rápido y preciso para estimar el peso seco o el número de células en volumen unitario, siempre que se prepare primero una curva estándar. Se puede preparar una curva estándar midiendo el crecimiento bacteriano simultáneamente por dos métodos y luego estableciendo una relación entre los valores obtenidos.

Por ejemplo, se extrae una alícuota de muestras de la suspensión celular, se seca y se determinan los pesos por mililitro. A partir de las suspensiones celulares se preparan diluciones y los organismos se cuentan mediante recuento en placa. Al mismo tiempo, también se determinan las medidas de turbidez de la suspensión celular.

A continuación, se pueden graficar dos conjuntos de datos cualesquiera (pesos de las células o número de células frente a la turbidez), como se ilustra en la figura 18.33 para obtener una curva estándar. A efectos prácticos, y dentro de cierto rango de concentraciones, existe una relación lineal o en línea recta. Por tanto, midiendo indirectamente la turbidez de la suspensión, se puede determinar el peso o el número de células con la ayuda de la curva estándar.

Sin embargo, este método tiene algunas limitaciones. La turbidez es más eficaz con suspensiones de densidad moderada. Las suspensiones con densidad muy alta o muy baja dan resultados erróneos. En segundo lugar, no es posible medir cultivos que tengan un color intenso o que contengan material en suspensión que no sean células. Debe reconocerse que la turbidez mide tanto las células vivas como las muertas.


Pregúntele a un experto: hisopado, cultivo y recuento de bacterias

Mis disculpas por un nuevo hilo, pero estoy tratando de reunir toda esta información lo más rápido posible, ya que creo que ya hemos cometido errores con nuestra primera colección de muestras y creo que tendremos que volver a hacer esta parte del proyecto. con el fin de obtener datos precisos. Tengo otro conjunto de placas de Petri que llegarán en dos días y realmente espero tener una idea más clara de lo que debemos hacer exactamente para asegurarnos de tener los datos más precisos posibles.

Nuestra pregunta es "¿Qué superficie de la escuela tiene más bacterias?" La investigación muestra que deberían ser las mesas de la cafetería y escribieron la hipótesis basada en eso. Estamos recolectando muestras de varias superficies alrededor de la escuela (es decir, mesas de almuerzo, escritorios, mouse de computadora, etc.). Mi investigación sobre los procedimientos de recolección y cultivo reales me ha llevado en varias direcciones diferentes, por lo que espero obtener una imagen más clara de la mejor manera de hacerlo.

Toda mi investigación muestra que sin diluir la muestra, la mayoría de las bacterias serán demasiado numerosas para contar, pero no he podido localizar ninguna información específica sobre cómo diluir una muestra de superficie. ¿Podría explicarnos el procedimiento para diluir las muestras concretas con las que trabajaremos?

Próximo:
? # 1: ¿Sería mejor usar un hisopo seco (estéril) o un hisopo húmedo (estéril) para recolectar las muestras? y si debemos usar un hisopo húmedo, ¿cuál es el mejor método para asegurarnos de que permanezca estéril? (¿y por qué uno es mejor que el otro?)

? # 2: ¿Cuál es el mejor método para aplicar estas muestras al plato para este proyecto? Algunos dicen & quot; quotswab usando un patrón en zig-zag & quot; otros dicen & quot; cubra la mayor parte del plato como sea posible & quot; ninguno de los cuales parece muy & quot; controlado & quot; entonces, ¿cómo puedo asegurar que mis recuentos son precisos?

# 3: ¿Es necesario mantener las placas de Petri de muestra en una incubadora? (otros estudiantes han dicho que sí, pero todavía no he encontrado nada que diga esto) (nuevamente, ¿por qué?)

Agradezco mucho tu aporte.

Re: Limpiar, cultivar y contar bacterias

Post por hiedra & raquo Jue 19 Ene 2012 8:52 am

Aquí hay un enlace que detalla el procedimiento para diluir una muestra de superficie:
http://www.waksmanfoundation.org/labs/r. lution.htm
(Si alguno de los pasos no está claro, no dude en preguntar)
Puede comprar el & quot caldo estéril & quot en línea; solo busque Caldo Luria y debería poder encontrar un enlace.

en cuanto a las otras preguntas:

1. Suponiendo que va a seguir el procedimiento de dilución, use una solución salina estéril para humedecer el hisopo. Siempre que no toque el hisopo en ninguna otra superficie antes de recolectar las muestras o deje la solución salina o el hisopo al aire libre durante demasiado tiempo, debería estar bien. Solo asegúrese de abrir el hisopo, mojar el hisopo y tomar la muestra rápidamente.

2. Se pueden utilizar ambos métodos. Siempre que lo mantenga constante en todas las muestras, cualquiera de las dos debería estar bien.

3. Las muestras deben incubarse. De lo contrario, estará esperando mucho, mucho tiempo para que crezcan las bacterias.

Espero que esto haya sido de ayuda. ¿Tienes alguna otra pregunta?

Re: Limpiar, cultivar y contar bacterias

Post por microkts & raquo Mar 24 de enero de 2012 9:10 p.m.

Me encanta esta idea de proyecto. Soy microbiólogo y hacemos este tipo de experimentos con regularidad para asegurarnos de que nuestros laboratorios no estén contaminados. Ivyh le dio muy buenas respuestas a sus preguntas. Solo quería agregar un par de cosas. Para su dilución también puede usar solución salina estéril en lugar de caldo. Aquí hay una publicación anterior sobre la dilución de bacterias en su hogar.

Usaría el método de la cucharadita del que hablan. Puede usar solución salina estéril comprada en la farmacia, solo asegúrese de que no tenga ingredientes adicionales. También puede esterilizar algunos frascos de vidrio o tazas cubiertas con papel de aluminio en su horno (225 F durante al menos 10 minutos). Luego, puede usar los frascos esterilizados para hacer sus diluciones. El papel de aluminio es agradable porque puede quitarlo y volver a colocarlo según sea necesario.


Observando bacterias en una placa de Petri

Los estudiantes deben examinar los cultivos en recipientes, que han sido pegados y cerrados. La morfología de las colonias es un método que los científicos utilizan para describir las características de una colonia individual de bacterias que crecen en agar en una placa de Petri. Puede utilizarse para ayudar a identificarlos.

Morfología de la colonia

Un hisopo de un recipiente se extendió directamente sobre agar nutritivo.

Las colonias difieren en su forma, tamaño, color y textura. ¿Puedes contar cuántos tipos de colonias diferentes hay? Usa los diagramas sobre la morfología de las colonias para ayudarte a interpretar tu placa.

Una tos que se apuntó directamente al agar nutritivo.

Las colonias difieren en su forma, tamaño, color y textura. ¿Puedes contar cuántos tipos de colonias diferentes hay? Usa los diagramas sobre la morfología de las colonias para ayudarte a interpretar tu placa.

Una muestra de jabón líquido se extendió sobre agar nutritivo y un hisopo de una barra de jabón sólido también se extendió sobre agar nutritivo. Los jabones no están diseñados para matar microbios. Ayudan a eliminarlos de la piel, mejor que el agua sola. ¿Por qué cree que el jabón sólido (que se guarda en el fregadero y se manipula con regularidad) tenía más bacterias que el jabón líquido (que se guardaba en un dispensador, por lo que no se manipulaba) que no tenía? Quizás le interese saber que, si bien los jabones no matan a los microbios, ¡pueden ser un medio bastante bueno para que crezcan!

Una placa de rayas para aislar colonias individuales de una bacteria específica que se encuentra viviendo en una muestra de papel. El papel no es un buen objeto para que las bacterias vivan, ya que no puede mantener su crecimiento. Las bacterias que se encuentran en el papel se conocen como transitorias, es decir, simplemente pasan el tiempo hasta que aparece un lugar mejor para vivir. Manipular el papel transferiría las bacterias residentes de la mano de una persona al papel.

Los diferentes tipos de bacterias producirán colonias de aspecto diferente, algunas colonias pueden tener color, algunas colonias tienen forma circular y otras son irregulares. Se utiliza una terminología específica para describir los tipos de colonias comunes. Estos son:

  • Forma y ndash ¿cuál es la forma básica de la colonia? Por ejemplo, circular, filamentoso, etc.
  • Tamaño y ndash el diámetro de la colonia. Las colonias diminutas se denominan puntiformes.
  • Elevación y ndash esto describe la vista lateral de una colonia. Ponga la placa de Petri de punta.
  • Margen / borde y ndash el borde de una colonia. ¿Cuál es la forma ampliada del borde de la colonia?
  • Superficie y ndash ¿cómo aparece la superficie de la colonia? Por ejemplo, liso, brillante, rugoso, arrugado o sin brillo.
  • Opacidad y ndash, por ejemplo, transparente (claro), opaco, translúcido (como mirar a través de un vidrio esmerilado), etc.
  • Color (pigmentación) y ndash, por ejemplo, blanco, beige, rojo, morado, etc.

Cada colonia distinta representa una célula o grupo bacteriano individual que se ha dividido repetidamente. Al mantenerse en un solo lugar, las células resultantes se han acumulado para formar un parche visible. La mayoría de las colonias bacterianas aparecen de color blanco o amarillo cremoso y tienen una forma bastante circular.


Programa de Licenciatura en Biología de la Universidad Nacional

Una vez que se haya tomado el tiempo para obtener una comprensión sólida de lo que es la biología y la variedad de trayectorias profesionales que pone a su disposición, el siguiente paso es encontrar un programa de licenciatura en ciencias en biología de alta calidad que sea la mejor opción para tus metas.

Desde 1971, National University ha sido la mejor opción para estudiantes de todo Estados Unidos. La Licenciatura en Biología en NU ofrece a los estudiantes una inmersión profunda en los principios básicos del campo, proporcionando una experiencia de aprendizaje inmersiva. Además de los cursos de estudio general en álgebra, química, biología y física, los estudiantes del programa participan en cursos que cubren áreas como:

  • Ecología
  • Genética
  • Evolución
  • Biología celular
  • Biología Molecular
  • Zoología de invertebrados
  • Zoología de vertebrados
  • Botánica

Los cursos de la división superior del programa incluyen materias como comportamiento animal, inmunología, biología marina, bioinformática, química orgánica, bioquímica, oceanografía y ciencias ambientales. Además, los estudiantes pueden concentrar aún más sus estudios en áreas como patología forense, toxicología forense, antropología forense y ADN forense.

“Me tomo la relevancia muy en serio con respecto a nuestro programa”, dice el Dr. Maxwell. “Es muy importante brindarles a los estudiantes muchas oportunidades para que se vuelvan competentes con las habilidades prácticas, basadas en el laboratorio del mundo real que se espera que tengan. Entonces ingresan a los laboratorios y extraen ADN, y simulan el tipo de trabajo que estarían haciendo mientras trabajaban en una escena de crimen activa. Creo que es muy importante involucrarlos en pasantías de investigación, que pueden ser difíciles para los estudiantes adultos, pero hemos estado trabajando arduamente para crear opciones de programación que les permitan hacer que funcione. Este es el tipo de habilidades que los hará muy comercializables en San Diego y pueden diferenciarlos a los ojos de las escuelas de posgrado y los empleadores ".

Los graduados del programa están bien posicionados para cualquier número de caminos futuros, que incluyen obtener una maestría, asistir a la escuela de medicina, veterinaria o odontología, o ingresar al mundo profesional con un título probado y respetado.

NU es la universidad privada sin fines de lucro más grande del área de San Diego, con la misión de brindar programas académicos de alta calidad de una manera que sea accesible para los estudiantes adultos. Con más de 180,000 alumnos en todo el país, NU se dedica a brindar opciones de programación flexibles y convenientes como una forma de permitir que los estudiantes adultos moldeen su experiencia universitaria en torno a las demandas de su vida diaria. Los estudiantes pueden completar cursos y programas en línea o en el sitio en cualquiera de las ubicaciones de NU en California.

Puede solicitar más información del programa sobre la licenciatura en ciencias en biología en nuestro sitio web o enviar un correo electrónico al Dr. Maxwell con cualquier pregunta.


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Sinopsis

Una biblioteca de eliminación de CRISPRi dirigida a 348 genes potencialmente esenciales en steotococos neumonia La cepa D39, en combinación con el fenotipado de alto rendimiento, identifica nuevos genes esenciales implicados en la síntesis de la pared celular y en la regulación de la competencia.

  • Se construyó una biblioteca de eliminación de CRISPRi dirigida a 348 genes potencialmente esenciales en steotococos neumonia cepa D39, determinada por Tn-seq.
  • 254 de 348 genes objetivo mostraron fenotipos de crecimiento, lo que proporciona una plataforma útil para la identificación funcional de genes hipotéticos.
  • La microscopía de alto contenido permitió vincular genotipos con fenotipos e identificó a TarP y TarQ como involucrados en la polimerización de precursores del ácido teicoico.
  • Se demostró que la ATPasa ClpX esencial, junto con ClpP, regulan el desarrollo de competencias.

BIOLOGÍA DE LA TUBERCULOSIS POR MICOBACTERIO

Micobacterias grupo de áreas de bacterias que poseen un tipo único de pared celular formada por ácido micólico. Ácido micólicos son moléculas hidrófobas fuertes que forman una capa lipídica alrededor de las micobacterias. El ácido micólico afecta las propiedades de permeabilidad en la interfaz de la superficie celular de las micobacterias y también contribuyen a la patogenicidad y / o virulencia de estas bacterias. Los ejemplos típicos de bacterias en el grupo de las micobacterias incluyen Tuberculosis micobacteriana - que es el agente causante de la tuberculosis en humanos. Tuberculosis micobacteriana es un bacilo (bastón) delgado, inmóvil, no formador de esporas, grampositivo, aerobio obligado y acidorresistente con una pared celular cerosa. Se encuentra en el género Mycobacterium y familia Mycobacteriaceae. Aparte de M. tuberculosis, M. bovis (patógeno bovino / animal), M. avium y M. leprae (agente causante de la lepra / enfermedad de Hansen) son las otras especies importantes del género Mycobacterium que causan enfermedades en humanos, animales y aves. Otros no tuberculosos Micobacterias son miembros de la microflora normal humana y los que se encuentran en las superficies del agua. Estas micobacterias no son contagiosas y generalmente se las conoce como atípico Micobacterias.

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El consumo de leche no pasteurizada (cruda) y el contacto cercano con ganado infectado pueden causar M. bovis Infección en humanos. La pared celular de todas las bacterias en el Mycobacterium El género es diferente y muy único porque su pared celular está formada por altas concentraciones de lípidos que contienen ácidos grasos de cadena larga conocidos como ácido micólico (que hace que la superficie celular de la bacteria sea hidrofóbica). El ácido micólico es muy distinto para cada especie de bacteria en el Mycobacterium género, y constituye aproximadamente el 60% de la masa total de la pared celular del organismo. M. tuberculosis tiene una pared celular que contiene peptidoglicano que es similar a la de otras bacterias grampositivas, excepto que su peptidoglicano contiene ácido N-glicolilmurámico en lugar de ácido N-acetilmurámico, que es típico de todas las bacterias grampositivas. El contenido de ácidos micólicos (grasos) de la pared celular de Mycobacterium especies las hace resistentes a la desecación y a otras sustancias químicas como los antibióticos y el hidróxido de sodio (NaOH) que normalmente matan o inhiben otras bacterias en el esputo antes de cultivarlas en el laboratorio. Sin embargo, especies de Mycobacterium son sensibles a los rayos ultravioleta (UV).

M. tuberculosis y otras especies relacionadas del género Mycobacterium se llaman en su mayoría bacilos acidorresistentes (AFB) porque muestran una tendencia de solidez al ácido al teñir. La razón de su resistencia a los ácidos se atribuye al alto contenido de ácidos micólicos (grasos) de su pared celular, lo que hace que sea difícil teñirlos fácilmente, pero una vez teñidos, Mycobacterium las especies resisten la decoloración por alcohol o ácido, un fenómeno que ayuda a su detección y diferenciación de otras bacterias no micólicas en el laboratorio. M. tuberculosis es un patógeno transmitido por el aire responsable de causar una infección conocida como tuberculosis (tuberculosis) en humanos, y es una de las principales causas de muerte en el mundo. El agente causante de la tuberculosis fue aislado y descrito por primera vez por Robert Koch (el padre de la microbiología médica) en 1882 después de una extensa investigación al respecto. Tuberculosis (TB) es una enfermedad respiratoria infecciosa crónica que se presenta tanto en el hombre como en los animales. La tuberculosis es responsable de más de 2 millones de muertes en todo el mundo según la Organización Mundial de la Salud (OMS). Las infecciones de tuberculosis son causadas principalmente por la inhalación de gotitas para la tos o aerosoles que contienen bacilos de la tuberculosis (es decir, células viables de M. tuberculosis) liberado por personas infectadas. Los pulmones humanos son el principal reservorio de M. tuberculosis, y la transmisión es más rápida a través de gotitas respiratorias y núcleos de gotitas en aerosoles o partículas de polvo en regiones endémicas de TB.

Los bacilos tuberculosos y las gotitas respiratorias de una persona infectada pueden eludir las defensas de las vías respiratorias superiores (fosas nasales) y alojarse en los alvéolos de los pulmones del individuo o población susceptible. El contacto cercano y la comunicación con personas infectadas también pueden causar una infección como resultado de la liberación de aerosoles o gotitas que contienen bacilos tuberculosos infecciosos. M. tuberculosis afecta a una amplia variedad de órganos del cuerpo, incluidos los pulmones, los riñones, la columna vertebral, las meninges, el cerebro, el tracto gastrointestinal y los vasos sanguíneos. Los ancianos, los trabajadores de la salud en contacto con poblaciones de alto riesgo, las personas con el sistema inmunológico debilitado o deteriorado, las personas sin hogar, los reclusos, los varones alcohólicos pobres, los consumidores de drogas intravenosas (IV), las personas desnutridas, los refugiados y el hacinamiento son algunos de los factores predisponentes. factores y personas en riesgo de desarrollar tuberculosis. El África subsahariana, algunas partes de Asia, el Pacífico occidental y América Latina tienen una de las incidencias más altas de infección por tuberculosis en el mundo. La tuberculosis es una enfermedad importante de salud pública de importancia mundial debido a su tasa de mortalidad y morbilidad. La enfermedad está resurgiendo en algunas áreas, y algunas resistentes M. tuberculosis ahora existen cepas, lo que dificulta el manejo y tratamiento de la infección. La tuberculosis es la infección oportunista número uno en personas que viven con el VIH / SIDA (PVVS) e incluso entre otras personas inmunodeprimidas.

PATOGENIA DE TUBERCULOSIS MICOBACTERIANA INFECCIÓN

M. tuberculosis es un patógeno que se transmite por el aire y, por lo tanto, la principal vía de transmisión o adquisición de la enfermedad es a través del sistema respiratorio superior / vías respiratorias (Figura 1). Una infección por el bacilo de la tuberculosis, M. tuberculosis, generalmente se inicia después de la inhalación de partículas microscópicas (conocidas como bacilos de la tuberculosis) en aerosoles o gotitas que se originan a partir de un enfermedad de tuberculosis pulmonar activa. El período de incubación de la enfermedad después de la infección suele ser de 4 a 12 semanas. Una exposición a M. tuberculosis puede provocar una infección, pero la mayoría de las infecciones no provocan una enfermedad de tuberculosis, según el estado inmunológico del individuo o la población afectados. Las personas con tuberculosis pulmonar activa expulsan a la atmósfera una gran cantidad de bacilos tuberculosos microscópicos infecciosos cuando estornudan, tosen, expectoran / escupen o hablan. Debido a que la dosis infecciosa de TB es muy baja (alrededor de 5 a 10 bacterias), la inhalación de tan solo 10 partículas de bacterias en aerosoles, gotitas o partículas de polvo puede causar o iniciar una infección.

Figura 1: The human respiratory system showing portal of entry and possible sites of M. tuberculosis infection in the body. Foto cortesía: https://pie1million.weebly.com/respiratory-system.html

Adjacent lymph nodes are also infected by the pathogenic bacterium, and small inflammatory lesion is formed around these sites as well. Inside the lungs, alveolar macrophages surround the pathogenic bacterium by the process of phagocytosis, and this leads to hypersensitivity reaction that forms tubercles (small and hard nodules characteristic of the TB disease). This is known as primary infection, and in this scenario the host immune system is able to restrict and contain the tubercle bacillus within the pulmonary system – thus preventing it from spreading and leading to a disease state. At this stage, TB infection is limited, and the lesions formed are self-healing even though all the tubercle bacilli may not be destroyed. People with weakened immune system experience active pulmonary infection, and this leads to the destruction of the lungs and the spread of the pathogen to other parts of the body leading to death. However, most cases of primary TB infections are usually handled well by the host immune system and the Mycobacterium continues to multiply intracellularly (but under the watch of macrophages) without any significant damage to the host cells.

En secondary infection (which may be active pulmonary or extra-pulmonary infection), METRO. tuberculosis in the lungs becomes reactivated after several months or years due to malnutrition, impaired immunity or poor health condition of the individual. Secondary (post-primary) infection can also occur when primary infections do not heal effectively and this is usually experienced in about 10% of the primary TB cases. Tubercle bacilli that survived the primary lesion or infection processes are mainly responsible for sparking up a post-primary (reactivation) types of TB. The further course of the TB disease (i.e., from primary to secondary infection) depends on the outcome of the encounter between the host’s specific cell-mediated immunity (CMI) and the tubercle bacilli itself. CMI is usually protective and lifelong in some TB infected individuals. But in some other cases, the tubercle bacilli or particles become dislodged from their containment by the mechanisms of the CMI into the host’s airways later in their lifetime, and this occurs when there is a significant reduction in the individual’s T-cell immune response. At this stage, the pathogen multiplies sporadically in the host’s body, disseminates to vital body begins and the TB disease symptoms start to emanate or appear.

The clinical signs and symptoms of TB (i.e., in secondary infection) which only appears in pulmonary TB or extra-pulmonary TB (i.e., when the disease becomes active) and may resemble other lung/respiratory diseases include loss of appetite, chest pain, prolonged and productive coughs with blood, fever, unexplained weight loss, poor growth in children, and fatigue. The disseminated forms of TB which emanate from a secondary infection include (1) military TB (which affect the spleen, lymph glands and liver due to dissemination of the pathogen via blood), (2) tuberculosis meningitis (which affect the brain and meninges), (3) renal y urogenital tuberculosis (which affect the GIT and kidney), and(4) hueso y joint tuberculosis (which affect the spinal cord or vertebrae).

DIFFERENCES BETWEEN A TB INFECTION AND A TB DISEASE

It is noteworthy that an infection with M. tuberculosis does not necessarily connote that someone has a TB disease. Exposure to aerosols, dust particles and respiratory droplets (e.g., sputa, sneeze and cough from an infectious TB patient) containing sufficient amount or dosage of tubercle bacilli is the first basis for the acquisition of M. tuberculosis. Whether the exposure that led to an infection will consequently result into a TB disease is dependent on so many factors including: the strain of the infecting pathogen, the state of the host’s immunity, and the host’ health condition amongst others. TB infection and TB disease are quite two different phenomenons. While the former (i.e., TB infection) presents no clinical symptom, is not infectious, has a normal chest X-ray results and shows a negative sputum smear and culture test results the latter (i.e., TB disease) presents with clinical symptoms (cough, fever, and weight loss), is infectious, chest X-ray reveals lesions, and sputum smear and culture test results are positive. In both cases of a TB infection and TB disease, the bacterium M. tuberculosis is always present and skin (tuberculin) test results are always positive in these individuals. However, people with a TB infection are not infectious (i.e., they cannot spread the infection to other people) but people with a TB disease can easily transmit the causative agent (i.e., M. tuberculosis)of TB to susceptible non-infected individuals in human population. People with a TB infection have M. tuberculosis in their body but the immune system of these individuals has developed an immune system mechanism that contains the pathogen and keeps it under control. TB remains dormant throughout life in most people who are infected with M. tuberculosis but this is not the case with a person with TB disease because such an individual has an active infection. TB transmission can only occur from people with active TB disease and not latent or dormant TB. Thus, exposure, latent TB infection and TB disease are often the three (3) main ways of describing the stages of tuberculosis clinically.

LABORATORY DIAGNOSIS OF M. TUBERCULOSIS INFECTION

The primary specimen for the laboratory diagnosis of a potential TB disease is sputum that is collected in a screw-cap, leak-proof sample container. The reason for using a screw-cap, leak-proof sample container in collecting sputum instead of the usual snap-closing containers is to minimize the spread of the disease or pathogen through aerosols which non-screw-capped, non-leak-proof sample containers are capable of initiating. Blood, laryngeal swab, bronchoscopic specimens, pleural and peritoneal fluids, gastric lavage and CSF can also be collected from infected patients and analyzed for other TB types. Culturing and microscopic techniques are usually the two main methods used for the detection of M. tuberculosis from sputum. Mantoux (tuberculin) skin test, DNA probe testing kits for TB, PCR and chest X-ray are other diagnostic tools or measures used for the clinical diagnosis of the disease. However, the isolation of the acid-fast bacterium in culture and a positive microscopic staining technique are often the two most reliable methods for detecting the pathogen.

Aunque M. tuberculosis is a Gram-positive bacterium, the Gram staining technique does not readily stain the pathogen because of the very high content of lipid (i.e., mycolic acid) in its cell wall. Ziehl Neelsen, Kinyoun and fluorescence stains are the main stains or staining techniques used in the laboratory for the identification of M. tuberculosis and the other related species in the genus Mycobacterium. The selective isolation of M. tuberculosis from sputum and other clinical samples is made possible because of the high fatty acid content of its cell wall. Sputum smears are to detect M. tuberculosis, and when stained with Ziehl Neelsen staining technique, the bacterium stains red (as shown in Figura 2) due to the mycolic (fatty) acid content of the organism’s cell wall. Staining with fluorochrome stains (e.g., rhodamine and auramine) demonstrates or shows a yellow-orange fluorescence under the microscope. The scanning electron micrograph of M. tuberculosis se muestra en Figura 3.

Figura 2. Microscopicslide of Mycobacterium tuberculosis Ziehl Neelsen stain using carbol-fuchsin. TB bacterium is shown in red. In Ziehl Neelsen staining technique, a mixture of carbol fuchsin (a basic dye) and phenol is used. The stain is driven directly into the cell wall of the tubercle bacilli by the slow heating of the smear on the microscope slide. Slides are usually heated to steaming point for about 2-3 min. The phenol enhances the penetration of the carbol fuchsin dye into the mycolic acid cell wall of M. tuberculosis, and acid-fast bacillus (AFB). The slide is washed in distilled water and decolorized with acid-alcohol and it is washed again and finally stained with a counter stain known as methylene blue. Non-AFB bacteria take up the colour of the counter stain while M. tuberculosis when present appears red under the microscope. Foto cortesía: https://www.microbiologyclass.com Figura 3. Micrografía electrónica de barrido de M. tuberculosis bacterias. Foto cortesía: https://www.microbiologyclass.com

Culturing of sputum specimen for the detection of M. tuberculosis is usually performed in Reference Tuberculosis Laboratories due to the infectious nature of TB specimens. The culture of TB samples is done using selective culture media such as the Löwenstein-Jensen (Middlebrook) culture medium (Figura 4). M. tuberculosis should be cultured for identification purposes and antimicrobial susceptibility testing. Selective culture media such as the Löwenstein-Jensen medium (Figura 4) is used for the isolation of the bacterium. Because the tubercle bacteria are slow growing, culture medium are normally incubated for weeks and at a temperature range of 35-37 o C. In summary, the diagnosis of tuberculosis requires the microscopic detection of acid-fast bacilli (AFB) in sputum of infected patients through the Ziehl-Neelsen stain or other reliable staining techniques as previously stated. Then this must be followed by culturing in a selective media for the isolation and identification of the pathogen and consequently to determine their susceptibility profiles.

Figura 4: Colonies of M. tuberculosis bacteria growing on Löwenstein-Jensen (Middlebrook) culture medium. Löwenstein-Jensen agar is an egg-substrate medium and M. tuberculosis bacteria produces rough, yellowish cauliflower-like colonies on the medium after several weeks of incubation. Foto cortesía: https://www.microbiologyclass.com

IMMUNITY TO MYCOBACTERIUM TUBERCULOSIS INFECTION

If the tubercle bacilli do not kill its human host, there is a great tendency of the individual to develop a certain level of defense against the pathogen. Innate immunity against M. tuberculosis infection is very high in humans but this form of protection varies and depends on the genetic makeup of the individual. The host’s immune system mechanisms help to localize the Micobacterias, and thus impede their growth and spread in the body. First exposure to M. tuberculosis also develops some appreciable levels of protection in the host’s body due to CMI. CMIactually develops when competent T cells recognize tubercle antigen complexes on the surface of macrophages containing M. tuberculosis.

Both cells of the CMI (i.e., CD8+ and CD4+) are involved in protecting the individual from tubercle bacilli infection, but acquired immunity in TB infection is incomplete or shortened. Damage to the lung of individuals infected with M. tuberculosis could be prevented if alveolar macrophages respond and appear early enough in the infection process. These alveolar macrophages join to form cells that combine with the CMI to produce a granulomatous reaction that walls off the growing tubercle lesion. Tubercle bacilli only survive in this lesion during the period of dormancy (i.e., primary infection), and may become reactivated when the host’s CMI is diminished following other health problems such as HIV or immunosuppressive drugs which repress the immune system of the individual. Humoural immunity does not eliminate a TB infection, rather it is the CMI that confers defense and eventually leads to recovery and protection of the affected host from a possible re-infection with a new strain of M. tuberculosis en el futuro.

TREATMENT OF MYCOBACTERIUM TUBERCULOSIS INFECTION

The successful treatment of TB disease is usually undertaken using multiple drugs to which the tubercle bacilli are susceptible to, and this is important due to the possibility of the mycobacteriain developing resistance to a single anti-tuberculosis drug. Thus, single drug regimens are often ruled out when considering therapy for a TB disease patient. Isoniazid (INH) and rifampin are the two drugs of choice used as first-line TB drugs for the treatment and management of a TB disease. Other first-line TB drugs are ethambutol, pyrazinamide and streptomycin (an injectable TB drug). los second-line TB drugs include kanamycin (injectable), ofloxacin, capreomycin (injectable), amikacin (injectable), ethionamide, ciprofloxacin and cycloserine. Initial TB therapy is usually started with about three to four TB drugs that include the 2 first-line drugs (e.g., INH and rifampin) especially when susceptibility studies are still underway. But when susceptibility results become available, a two-drug therapy is given to the patient except in cases when resistance is anticipated, then the drugs can increase to three or four.

The course of drug therapy for TB disease usually spans a period of 9 months in which INH and rifampin are administered concomitantly on a daily basis for about 2 months. TB therapy normally takes a longer period to complete because the pathogen is a slow growing organism, and thus longer time is required to kill them. The use of two drugs in TB treatment helps to prevent the emergence of tubercle bacilli resistant to each of the drug. Second-line TB drugs are used and included in TB therapy when there is toxicity or resistance associated with any of the first-line drugs. Treatment with multiple anti-TB drugs helps to eradicate the tubercle bacilli and prevent the emergence of resistant strains or spread of the infection to non-TB individuals. In most cases, a direct observed therapy (PUNTO) in which the patients visit the health center or clinic to take their medication is usually used in TB treatment. DOT is anti-tuberculosis program where TB patients are regularly monitored to ensure that they take the full course of their medication so that resistance does not develop following irregular medication. DOT helps to protect the public health. But when patients fail to comply with their TB regimen, the infection becomes reactivated and the individual becomes infectious again.

Resistance of M. tuberculosis to TB drug treatment is now a global health problem, and it usually develops in places where anti-TB programmes are poorly funded. Patient’s non-compliance to their drugs and use of ineffective or counterfeit drugs also contribute to the development of resistance. Blind treatment which is usually resorted to in most instances before a proper susceptibility test result is obtained also adds up to the development of drug resistant M. tuberculosis. M. tuberculosis strains that are multidrug-resistant (MDR) and extensively drug-resistant (XDR) now exist and these resistant strains of Mycobacterium have added to the dilemma associated with the global containment and eradication of the TB disease. Multidrug-resistant TB (MDR-TB) están M. tuberculosis strains that are resistant to at least one of the two best first-line TB treatment drugs (e.g., isoniazid and rifampin) while extensively drug-resistant TB (XDR-TB) are M. tuberculosis strains that are resistant to the two best first-line TB treatment drugs (e.g., isoniazid and rifampin), plus any fluoroquinolone and at least one of the three injectable second-line TB drugs (e.g., amikacin, kanamycin, or capreomycin). Streptomycin is also an injectable second-line TB drug. In some parts of the world such as the United States of America and Europe, TB disease has been contained to some extent and cases of new incidence of the disease are rare. Thus, infectious rates of the disease in these regions are very low. However, TB disease still contributes to the global bacterial disease morbidity and mortality rate especially in the developing countries where cases of new incidence of the disease are still being reported.

PREVENTION AND CONTROL OF M. TUBERCULOSIS INFECTION

The prevention and control of TB is critical to the global public health. Individuals that present with a positive tuberculin skin test but no active TB are considered to have a dormant type of TB, thus such individuals should be placed under intensive TB therapy using INH so that the infection does not progress to a disease state at a later time. The development of novel anti-TB drugs, availability of proper diagnostic tools for prompt/early TB detection and adequate susceptibility tests are fundamental to the containment of this man-killer disease known as TB. People living in high risk regions should be vaccinated with the Bacilli Calmette-Guerin (BCG) vaccine. It should also be administered to infants and children so as to protect them from the infection. BCG is a live attenuated bovine vaccine derived from M. bovis and the name “BCG” was from the two French scientists (Calmette and Guerin) that developed the vaccine in the early 1920’s. Individuals who receive the BCG vaccine develop a positive mantoux skin test because the components of the vaccine induce a DTH in the recipients.

BCG vaccine is contraindicated in HIV-infected individuals, and the vaccine should not be used in such cases. The chain of transmitting M. tuberculosis can be broken by isolating active pulmonary TB disease patients from the general population and starting effective anti-tuberculous therapy on them. Travelers should avoid close contact with known TB patients. TB disease patients under treatment for TB should not travel until the treating physician has documented by laboratory examination of sputum and other diagnostic or culture protocol, that they are not infectious and are therefore of no risk to others in terms of passing on the tubercle bacilli to susceptible individuals they might be coming in contact with. Potentially contaminated air is treated with UV rays to avoid contamination.

OTHER SPECIES OF MYCOBACTERIUM

  • Mycobacterium leprae is the causative agent of leprosy.
  • Mycobacterium africanum is found in humans and monkeys.
  • Mycobacterium kansasii is found in water and cattle.
  • Mycobacteriumulceransis found in humans and in the environment.
  • Mycobacteriumaviumcomplejois found in birds, fowl, soil, water, cattle, swine, and in the environment.
  • Mycobacteriumbovisis found in cattle and humans.
  • Mycobacteriumgenavenseis found in pet birds.
  • Mycobacteriummalmoenseis found in the environment.
  • Mycobacteriummarinumis found in fish and water.
  • Mycobacteriumsimiaeis found in monkeys and water.
  • Mycobacteriumxenopiis found in water and birds.
  • Mycobacteriumgastriis found in gastric washings.
  • Mycobacteriumfortuitumis found in soil, water, marine life and animals.
  • Mycobacteriumchelonaeis found in soil, water, marine life and animals.
  • Mycobacteriumfallaxis found in soil and water.
  • Mycobacteriumgordonaeis found in water.
  • Mycobacteriumflavescensis found in soil and water.

Otras lecturas

Brooks G.F., Butel J.S y Morse S.A (2004). Microbiología médica, 23ª edición. Editores de McGraw Hill. ESTADOS UNIDOS.

Gilligan P.H, Shapiro D.S and Miller M.B (2014). Cases in Medical Microbiology and Infectious Diseases. Tercera edicion. Prensa de la Sociedad Estadounidense de Microbiología, EE. UU.

Madigan M.T., Martinko J.M., Dunlap P.V y Clark D.P (2009). Brock Biology of Microorganisms, 12ª edición. Pearson Benjamin Cummings Inc, Estados Unidos.

Mahon C. R, Lehman D.C y Manuselis G (2011). Libro de texto de microbiología diagnóstica. Cuarta edición. Editores Saunders, Estados Unidos.

Patrick R. Murray, Ellen Jo Baron, James H. Jorgensen, Marie Louise Landry, Michael A. Pfaller (2007). Manual de Microbiología Clínica, 9ª ed .: Sociedad Americana de Microbiología.

Wilson B. A, Salyers A.A, Whitt D.D y Winkler M.E (2011). Patogenia bacteriana: un enfoque molecular. Tercera edicion. Prensa de la Sociedad Estadounidense de Microbiología, EE. UU.

Woods GL y Washington JA (1995). El clínico y el laboratorio de microbiología. Mandell GL, Bennett JE, Dolin R (eds): Principios y práctica de las enfermedades infecciosas. 4ª ed. Churchill Livingstone, Nueva York.


How can I obtain a uniform bacterial sample? - biología

a Department of Chemical Engineering, Loughborough University, Leicestershire, UK
Correo electrónico: [email protected]
Fax: +44 (0)1509 223 923
Tel: +44 (0)1509 222 505

b Reading School of Pharmacy, University of Reading, Whiteknights, Reading RG6 6AD, UK
Correo electrónico: [email protected]
Fax: +44 (0)118 378 6562
Tel: +44 (0)118 378 4253

Abstracto

A new microfluidic concept for multi-analyte testing in a dipstick format is presented, termed “Lab-on-a-Stick”, that combines the simplicity of dipstick tests with the high performance of microfluidic devices. Lab-on-a-stick tests are ideally suited to analysis of particulate samples such as mammalian or bacterial cells, and capable of performing multiple different parallel microfluidic assays when dipped into a single sample with results recorded optically. The utility of this new diagnostics format was demonstrated by performing three types of multiplex cellular assays that are challenging to perform in conventional dipsticks: 1) instantaneous ABO blood typing 2) microbial identification and 3) antibiotic minimum inhibitory (MIC) concentration measurement. A pressure balance model closely predicted the superficial flow velocities in individual capillaries, that were overestimated by up to one order of magnitude by the Lucas–Washburn equation conventionally used for wicking in cylindrical pores. Lab-on-a-stick provides a cost-effective, simple, portable and flexible multiplex platform for a range of assays, and will deliver a new generation of advanced yet affordable point-of-care tests for global diagnostics.


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