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¿Cómo estimulo una neurona extracelularmente, específicamente el ganglio esfenopalatino?

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Disculpas si esta es una pregunta demasiado básica, pero soy un ingeniero eléctrico y estoy entrando en neuromodulación / neuroestimulación.

Para mi proyecto de último año, estoy tratando de hacer un dispositivo que estimule el ganglio esfenopalatino. He leído todo lo que puedo en línea, pero algunas preguntas básicas parecen no tener respuesta. Las respuestas a cualquiera de estos serían realmente muy útiles, así como cualquier recurso para continuar mi investigación:

  1. Cuando trato de 'estimular' una neurona, realmente estoy tratando de activar un potencial de acción, ¿correcto?
  2. ¿Puedo simplemente enviar corriente a través del exterior de la membrana para activar un potencial de acción?
  3. ¿Es posible estimular una neurona sin perforar la membrana? Sé que un potencial de acción es el voltaje a través de la membrana, entonces, ¿cómo puedo cambiar ese voltaje sin perforar la membrana?
  4. Creo que necesito registrar los potenciales de acción de la neurona para asegurarme de que mi dispositivo esté apuntando a la ubicación correcta y funcione correctamente. ¿Es esto posible sin perforar la neurona?
  5. De la literatura, descubrí que un pulso eléctrico de 10 Hz funciona mejor para la estimulación del ganglio esfenopalatino, pero no estoy seguro de cómo la frecuencia juega un papel en esto.

Lo siento de nuevo si eso es mucho, pero soy nuevo en el campo y tengo muchas preguntas. ¡Gracias de antemano por cualquier ayuda!


Generación de la línea de ratones transgénicos DBH-Cre inducible por tamoxifeno DBH-CT

Generamos ratones transgénicos que llevan una recombinasa Cre dependiente de tamoxifeno expresada bajo el control del promotor de la dopamina-β-hidroxilasa. Al cruzar a los ratones informadores ROSA26, mostramos que la recombinasa Cre inducida por tamoxifeno en ratones adultos activa específicamente la expresión de β-galactosidasa en neuronas noradrenérgicas diferenciadas del sistema nervioso central y periférico. La aplicación de tamoxifeno en ratones adultos no indujo la actividad de la β-galactosidasa en las neuronas parasimpáticas que expresan transitoriamente DAP durante el desarrollo. Por tanto, esta línea de ratones transgénicos representa una herramienta valiosa para estudiar la función de genes en neuronas noradrenérgicas maduras mediante inactivación condicional. genesis 49: 935–941, 2011. © 2011 Wiley Periodicals, Inc.

Durante el desarrollo, el destino neuronal se especifica mediante factores de transcripción expresados ​​secuencialmente. Esto ha sido analizado en detalle para el desarrollo de neuronas simpáticas mediante experimentos de ganancia de función y pérdida constitutiva de función (Goridis y Rohrer, 2002). Curiosamente, varios factores de transcripción con funciones importantes durante el desarrollo se mantienen hasta la etapa adulta. Su función en neuronas maduras puede analizarse convenientemente mediante manipulación condicional de genes, utilizando la recombinasa específica de sitio Cre que permite la inactivación de genes de una manera específica de tejido (Branda y Dymecki, 2004). Además, fusionando la recombinasa Cre con un dominio de unión a ligando mutado del receptor de estrógeno humano (ER), es posible un control temporal de la recombinación del ADN mediante la aplicación del ligando de ER tamoxifeno.

Para identificar factores importantes para el mantenimiento de las características de las neuronas simpáticas generamos ratones transgénicos, que expresan CreERT2 (Indra et al., 1999 Mori et al., 2006) bajo el control de los elementos reguladores del locus de la dopamina β-hidroxilasa (DBH). El DBH, un marcador de células simpatoadrenales, se expresa en células adrenérgicas y noradrenérgicas embrionarias y adultas a partir del día embrionario E10.5 (Pattyn et al., 2000 Tsarovina et al., 2004). Durante el desarrollo, el DAP también se expresa transitoriamente en células precursoras parasimpáticas que luego muestran un fenotipo de neurotransmisor colinérgico y expresan los marcadores colinérgicos ChAT y VAChT (Leblanc y Landis, 1989 Müller y Rohrer 2002). Para generar los ratones transgénicos utilizamos un cromosoma artificial derivado de P1 (PAC) que encierra el locus DBH (Parlato et al., 2007). Se utilizó PCR para demostrar que el inserto de 130 kb del PAC contiene 30 kb 5 'y 80 kb 3' del locus DBH de 18 kb, es decir, incluye la región intergénica 5 'completa de 23 kb y la región intergénica 3' completa de 5 kb (datos no mostrados). Este PAC se ha utilizado previamente para generar una línea de ratón DBHCre (Parlato et al., 2007), que expresa constitutivamente iCre (Shimshek et al., 2002) bajo el control del locus DBH. Usamos recombinación homóloga en bacterias (Yang et al., 1997) para reemplazar el ATG de la región codificante de DBH con la región codificante del constructo CreERT2 (Indra et al., 1999 Mori et al., 2006) seguido por el GH bovino secuencia señal de poliadenilación y un sitio FRT (McLeod et al., 1986) (Fig. 1a). El sitio FRT se introdujo para permitir la deleción de múltiples copias del transgén integrado mediante la reproducción con el ratón deleter FLPeR (Farley et al., 2000). Se usó Cre derivado de P1 en lugar de iCre, ya que iCre muestra una actividad basal significativamente más alta en ausencia de ligando artificial inductor (Shimshek et al., 2002). Debido a la recombinación, solo se destruyó el codón de inicio de la traducción del locus DBH, preservando así todos los elementos reguladores posibles en los intrones del locus. Mediante inyecciones pronucleares en ovocitos de C57B1 / 6, este PAC modificado se utilizó para generar múltiples líneas de ratones transgénicos que han integrado diferentes números de copia del PAC como se muestra mediante análisis de transferencia Southern (Fig. 1b). La línea de ratón DBH-CT198.1 mostró los niveles de expresión más altos de CreERT2 como se muestra por análisis de RT-PCR y tinción lacZ (ver más abajo) y se analizó adicionalmente.

(a) Generación del transgén DBH-CreERT2. El fragmento CreERT2 de 2 kb seguido de la señal de poliadenilación bovina y un sitio FRT está encerrado por dos brazos de homología de DBH de aproximadamente 500 pb de longitud. Por recombinación homóloga, CreERT2 reemplazó el ATG de la secuencia codificante de DBH ubicada en un PAC de 130 kb. (B) Análisis de ADN genómico mediante Southern blot. Digestión de 10 μg de ADN genómico de diferentes líneas de ratones transgénicos (carriles 1 a 7), 10 μg de ADN genómico de la cepa de fondo C57Bl / 6 (carril 8) y 3 μg de ADN genómico de la línea de ratón DBH-CT198.1 (carril9) con la enzima de restricción EcoRI produce un fragmento de 2 kb para el CreERT2 integrado. Como patrón de copia única, se añadió el fragmento Cre de 1 kb a cada muestra. La mancha se hidridizó con la sonda Cre de 1 kb radiomarcada.

Los ratones DBH-CT198.1 han integrado ocho copias del PAC modificado, como muestra el análisis de transferencia Southern (Fig. 1b). El análisis semicuantitativo de RT-PCR con ARN total de los ganglios cervicales superiores (SCG) y los ganglios estrellados de tres ratones adultos demuestra que el nivel de expresión de ARNm de CreERT2 es comparable con el nivel de ARNm de DAP en estos ganglios (en una proporción de ARNm de CreERT2: No se muestran los datos de ARNm de DBH de 1,5: 1).

Para determinar la eficacia de recombinación dentro de la población de células simpatoadrenales después de la aplicación de tamoxifeno, se cruzó la línea de ratón DBH-CT198.1 con el ratón reportero Rosa26 (Rosa26R) (Soriano, 1999). Esta línea de ratón contiene un casete lacZ inactivado con loxP dependiente de Cre dentro del locus Rosa26 expresado de forma ubicua. La recombinación mediada por Cre da como resultado la expresión condicional de β-galactosidasa. Se trataron ratones transgénicos adultos jóvenes DBH-CT198.1 / Rosa26R con tamoxifeno (norte = 3) o con el vehículo como mando (norte = 3). Las criosecciones de SCG aislados, ganglios estrellados, glándulas suprarrenales y cerebros se analizaron mediante tinción con X-gal combinada con inmunotinción anti-DBH (ver Fig. 2). Dado que la inmunotinción de secciones de cerebro dio como resultado sólo una tinción DAB muy débil, se realizó una hibridación in situ para DBH en secciones paralelas (Fig. 2e). La expresión del gen indicador β-galactosidasa se detectó en & gt90% de las células positivas para DBH de la médula de la glándula suprarrenal (Fig. 2a) y del Locus Coeruleus (LC) (Fig. 2d, e). No se observó tinción con X-gal en la corteza de la glándula suprarrenal negativa para DAP ni en las secciones coronales del cerebro fuera de la región LC.

Análisis de la actividad de la recombinasa Cre en tejido simpatoadrenal de ratones adultos DBH-CT198.1 / Rosa26R después de la inyección de tamoxifeno (a, b, d, f) y ratones DBHCre / Rosa26R adultos (Hola). La tinción con X-gal se realizó en criosecciones de la glándula suprarrenal (a), el SCG (b, yo), el rombencéfalo (región LC) (D) y el ganglio estrellado (f, h). Después de la tinción con X-gal, se analizó una expresión de DAP usando anticuerpos anti-DAP con mejora de DAB en secciones del SCG (C) y el ganglio estrellado (gramo). Se muestra una hibridación in situ para DAP en una sección paralela del rombencéfalo (región LC) (mi). Barra de escala: 100 μm.

En el SCG (Fig.2b, c) y los ganglios estrellados (Fig.2f, g) solo alrededor del 17% (norte = 3) de las células positivas para DBH se tiñen con X-gal. La doble inmunotinción anti-TH y anti-GFP de ratones DBH-CT198.1 / R26R-EYFP (Srinivas et al., 2001) después de la aplicación de tamoxifeno muestra la misma baja frecuencia de neuronas TH + con inmunorreactividad a GFP (datos no mostrados), lo que excluye la tinción ineficaz de X-gal como explicación del bajo número de células positivas para reporteros. Como prácticamente todas las neuronas de ganglio estrellado y SCG se tiñen con X-gal en los ganglios de ratones DBHCre / Rosa26R adultos (Fig. 2h, i), se excluye la posibilidad de que el promotor Rosa esté atenuado en la mayoría de las neuronas simpáticas adultas frente a las embrionarias. La hibridación in situ para Cre demuestra la expresión del transgén en la mayoría, si no en todas, las neuronas del SCG y los ganglios estrellados (véase la figura 3). Dado que el tratamiento con tamoxifeno durante cinco días en lugar de 10 días produce solo una disminución marginal de las células teñidas con X-gal, se concluye que la concentración de tamoxifeno en las neuronas del SCG y los ganglios estrellados después de 10 días es suficiente para la inducción de β. -galactosidasa y se utilizó como protocolo estándar. Además, analizar los ratones 25 días en lugar de cuatro días después de la última inyección de tamoxifeno no aumenta la proporción de neuronas teñidas con X-gal. Sin embargo, DBH-CreERT2 es altamente eficiente en los sitios LoxP en el gen Gata3, ya que una sola aplicación de tamoxifeno en DBH-CT198.1 / Gata3 loxP adulto da como resultado una pérdida masiva de neuronas de SCG y ganglios estrellados después de solo tres días, lo que puede ser explicado solo por la actividad de Cre en la gran mayoría de neuronas (Tsarovina et al., 2010). Además, la aplicación de tamoxifeno durante 10 días en ratones adultos DBH-CT198.1 / Smad4 loxP da como resultado una interrupción de la señalización canónica de BMP en la gran mayoría de las neuronas de los SCG (Afsaneh Majdazari, comunicación personal). Esto implica que la baja frecuencia de neuronas con actividad β-galactosidasa después de la aplicación de tamoxifeno en ratones adultos DBH-CT198.1 / Rosa26R está causada por el locus Rosa26. Debido a que en embriones de ratón DBHCre / Rosa26R la actividad de la β-galactosidasa se puede detectar en prácticamente todas las neuronas de la cadena simpática (Stanke et al., 2006), se sugiere que en los ganglios simpáticos adultos los sitios LoxP del locus Rosa26 están parcialmente enmascarados, probablemente debido al PEV (Hayashi y McMahon, 2002 Festenstein et al., 1996 Feng et al., 2000). La posibilidad alternativa de que el promotor del locus Rosa26 esté silenciado en una subpoblación de neuronas simpáticas adultas se excluye mediante la tinción con X-gal de prácticamente todas las neuronas de ganglio estrellado y SCG adultas en ratones DBHCre / Rosa26R (Fig. 2h, i). Hasta ahora, no se dispone de datos sobre la eficacia de Cre en neuronas simpáticas adultas de ratones Rosa26R. Sin embargo, varias publicaciones informan de una expresión del locus Rosa26 baja o inexistente en algunos tejidos neurales (Vooijs et al., 2001 Zambrowicz et al., 1997).

Análisis de la expresión de Cre mediante hibridación in situ. Hibridación in situ de ARNm en criosecciones de la glándula suprarrenal adulta (a), el SCG (B) y el ganglio estrellado (C) con una sonda Cre. Barra de escala: 100 μm.

Ratones DBH-CT198.1 / Rosa26R (norte = 3) se trataron con vehículo solo para probar la recombinación espontánea en presencia de recombinasa CreERT2 pero ausencia de tamoxifeno. No se detectó actividad de β-galactosidasa en la CL, y la proporción de células positivas para X-gal en otros tejidos noradrenérgicos también fue muy baja (& lt0,1% para el SCG, los ganglios estrellados y la médula suprarrenal).

Como control adicional, se analizó la actividad CreERT2 inducida por tamoxifeno en neuronas parasimpáticas adultas. Los ganglios cardíacos parasimpáticos y los ganglios submandibulares (SMG) expresan transitoriamente DAP durante el desarrollo (Tiveron et al., 1996), lo que puede demostrarse mediante el análisis de ratones DBHCre / Rosa26R (Parlato et al., 2007). Debido a la expresión transitoria temprana de iCre, el locus de β-galactosidasa se activa y los ganglios cardíacos intrínsecos y el SMG de ratones adultos exhiben actividad de β-galactosidasa (véase la Fig. 4). Por el contrario, después del tratamiento con tamoxifeno de ratones adultos DBH-CT198.1 / Rosa26R (norte = 3) cardiaca y SMG carecían de actividad de β-galactosidasa (ver Fig. 5). Este hallazgo es consistente con el resultado de la hibridación in situ para DAP (ver Fig. 5) y argumenta en contra de la evidencia inmunohistológica de la expresión de DAP en neuronas cardíacas adultas (Hoard et al., 2008).

Análisis de la actividad de la recombinasa Cre en ganglios parasimpáticos de ratones adultos DBHCre / Rosa26R. Tres secciones paralelas de la glándula submandibular (glándula SM) (carril superior) y del corazón (carril inferior) se tiñeron doblemente con anti VAChT (a, e) y DAPI (b, f), o teñido con X-gal (c, g), o teñido por hibridación in situ para DAP (d, h). Las puntas de flecha apuntan al SMG (carril superior) y los ganglios cardíacos (carril inferior). Barra de escala: 100 μm.

Análisis de la actividad de la recombinasa Cre en ganglios parasimpáticos de ratones adultos DBH-CT198.1 / Rosa26R después de la inyección de tamoxifeno. Tres secciones paralelas de la glándula submandibular (glándula SM) (carril superior) y del ganglio cardíaco en el corazón (carril inferior) se tiñeron doblemente con anti VAChT (a, e) y DAPI (b, f), o teñido con X-gal (c, g), o teñido por hibridación in situ para DAP (d, h).). Las puntas de flecha apuntan al SMG (carril superior) y los ganglios cardíacos (carril inferior). Barra de escala: 100 μm.

En conclusión, esta línea de ratones DBH-CT será una herramienta útil para estudiar la función de genes en neuronas noradrenérgicas en diferentes momentos durante el desarrollo y en la edad adulta.


Introducción

Las proyecciones oculares del sistema nervioso autónomo influyen en numerosas funciones del ojo. Estos incluyen: 1) diámetro de la pupila y acomodación ocular, que están controlados por los músculos intrínsecos del ojo ubicados en el iris y el cuerpo ciliar respectivamente & # x02013 estas estructuras están inervadas por fibras posganglionares del ciliar (parasimpático) y cervical superior (simpático). ) ganglios 2) Flujo sanguíneo ocular, que se controla mediante la inervación de la vasculatura dentro del nervio óptico, la retina, la coroides, el cuerpo ciliar y el iris. En los mamíferos, estos lechos vasculares están inervados por fibras posganglionares de los ganglios pterigopalatino (parasimpático) y cervical superior (simpático). En las aves, el ganglio ciliar también contribuye a la inervación parasimpática de la coroides, y puede haber una pequeña contribución de este ganglio en los mamíferos 3) presión intraocular (PIO), que se regula principalmente a través de cambios en la formación y salida del humor acuoso . La regulación autónoma de los vasos sanguíneos del cuerpo ciliar y el epitelio ciliar son determinantes importantes de la formación del humor acuoso, mientras que la regulación de la red trabecular y los vasos sanguíneos epiesclerales son determinantes importantes del flujo de salida del humor acuoso. Estas estructuras están inervadas por fibras posganglionares de la pterigopalatina ( parasimpático) y ganglios cervicales superiores (simpáticos) (Figura 1). Sin embargo, como se analiza a continuación, estas subdivisiones funcionales son algo arbitrarias ya que a menudo están interrelacionadas y no operan de forma aislada. Por ejemplo, tanto el iris como la contracción del músculo ciliar pueden influir en la salida del humor acuoso, mientras que las alteraciones en el flujo sanguíneo coroideo provocarán cambios en la PIO.

Un diagrama esquemático que muestra la inervación parasimpática y simpática del ojo. Se identifican los neurotransmisores y neuropéptidos que generalmente están presentes en las neuronas posganglionares. * Solo visto en estudios aviares hasta la fecha. Abreviaturas: ACh & # x02013 Acetilcolina ATP & # x02013 Trifosfato de adenosina CG & # x02013 Ganglio ciliar EWpg & # x02013 Núcleo de Edinger-Westphal, IML pregangliónico & # x02013 Núcleo intermediolateral (columna celular) NA & # xrenalina n02013 No óxido sintasa NPY & # x02013 Neuropéptido Y PPG & # x02013 Ganglio pterigopalatino SCG & # x02013 Ganglio cervical superior SSN & # x02013 Núcleo salival superior VIP & # x02013 Péptido intestinal vasoactivo.

La información que se presenta a continuación se centra no solo en la inervación autónoma del ojo, sino también en las vías autónomas centrales que controlan los reflejos pupilares, la acomodación, el flujo sanguíneo ocular y la presión intraocular. Nuestra discusión de estos temas se concentra en los primates, incluidos los humanos, pero incluye datos de otras especies donde sugiere conexiones alternativas que aún no se han investigado en primates, o donde los datos de primates no están disponibles. A menos que se indique lo contrario, las referencias primarias reflejan estudios realizados en el modelo de primates. En la tabla 1 se puede encontrar una lista completa de las abreviaturas utilizadas en este artículo.

Tabla 1

ACCalojamiento
ACCVvelocidad acomodativa
ATPTrifosfato de adensoína
cFNnúcleo fastigial caudal
CGRPpéptido relacionado con el gen de la calcitonina
CCKcolecistoquinina
TROZO DE CUEROdiacilglicerol
EVPpresión venosa epiescleral
EWNúcleo de Edinger-Westphal
EWcpCélulas de proyección central de Edinger-Westphal
EWmSubdivisión medial (coroidea) del núcleo aviar de Edinger-Westphal
EWpgCélulas preganglionares de Edinger-Westhal
HRPperoxidasa de rábano picante
IMLcélula intermediolateral
IOPpresión intraocular
IP3trifosfato de inositol
ipRGCcélulas ganglionares de la retina intrínsecamente fotosensibles
L-NAMEéster metílico de nitro-L-arginina
m1, m2, m3. . .subtipos de receptores muscarínicos m1, m2, m3.
nNOSóxido nítrico sintasa neuronal
NPYneuropéptido Y
Opn4 & # x02212 / & # x02212ratones knockout deficientes en melanopsina
ALFILERnúcleo interpuesto posterior
PIPRrespuesta de la pupila posterior a la iluminación
SOCIEDAD ANÓNIMAfosfolipasa C
PLRreflejo pupilar a la luz
PNRrespuesta pupilar cercana
PONnúcleo olivar pretectal
rd / rd clratones knockout sin varilla / sin cono
RPEepitelio pigmentario de la retina
SCNnúcleo supraquiasmático
SOAárea supraoculomotora
SPSustancia P
SSNNúcleo salival superior
VIPpéptido intestinal vasoactivo
WGAaglutinina de germen de trigo

Como se muestra en la Figura 1, la inervación parasimpática del ojo surge de dos fuentes: 1) neuronas en el grupo de células preganglionares de Edinger-Westphal (EWpg), la subdivisión autónoma del tercer núcleo del par craneal, que se encuentra en el mesencéfalo rostral 2) preganglionares neuronas en el núcleo salival superior (SSN), el componente parasimpático del núcleo del séptimo par craneal, que se encuentra en el bulbo raquídeo. Las neuronas en EWpg se proyectan a través del nervio motor ocular común (III) a las células posganglionares del ganglio ciliar. Las neuronas del SSN se proyectan a través de la rama petrosa mayor del nervio facial (VII) hacia las células posganglionares del ganglio pterigopalatino (también denominado ganglio esfenopalatino). La inervación simpática del ojo surge de las neuronas preganglionares ubicadas en los segmentos C8-T2 de la médula espinal, una región denominada centro cilioespinal de Budge (y Waller). Los axones de estas neuronas preganglionares se proyectan a los ganglios de la cadena simpática y viajan en el tronco simpático al ganglio cervical superior donde contactan con las neuronas posganglionares (149, 179). Los axones de estas neuronas posganglionares se proyectan desde el ganglio cervical superior a la órbita, donde ingresan al ojo a través de los nervios ciliares corto y largo, así como a través del canal óptico (315).

Además de estas vías clásicas de control autónomo extrínseco, está claro que existen influencias intrínsecas locales ejercidas por las fibras sensoriales del trigémino en muchas regiones del ojo, así como en algunas neuronas dentro de los ganglios ciliares y pterigopalatinos (Figura 2). Tanto las fibras simpáticas como las parasimpáticas también están presentes en la córnea de los mamíferos. Sin embargo, su densidad varía significativamente entre especies (255). En conejos y gatos, la inervación simpática es bastante densa (82, 190, 204, 231, 252, 387). Sin embargo, en los primates, incluidos los humanos, la inervación simpática parece estar ausente o muy escasa (80, 81, 231, 372, 394). Además, aunque se ha informado de cierta inervación parasimpática de la córnea en ratas y gatos, no se ha estudiado la existencia de dicha inervación en otras especies de mamíferos (255). Por lo tanto, la inervación autónoma de la córnea no se discutirá más. Hockman (149) y Robertson (312) proporcionan una descripción detallada del sistema nervioso autónomo en general. Además, recientemente se ha revisado el control autónomo del ojo y el iris en especies no mamíferas (261), al igual que el control del flujo sanguíneo ocular (183, 306).

Proyecciones oculares autonómicas y trigémino. La línea punteada muestra una proyección de ganglio ciliar a la coroides que, hasta la fecha, solo se ha mostrado en aves. El grosor de la línea indica la fuerza relativa de proyección. Abreviaturas: BV - Vasos sanguíneos CNS & # x02013 Sistema nervioso central EWpg & # x02013 Núcleo de Edinger-Westphal, división pregangliónica ICN & # x02013 Neuronas coroideas intrínsecas IML & # x02013 Núcleo intermediolateral NVSM & # x02013 Músculo liso no vascular SSN & # x02013 Núcleo salival superior.

Inervación autónoma del ojo

Las vías del tercer nervio que inervan el ojo

El núcleo de Edinger-Westphal: neuronas preganglionares

La vía parasimpática del tercer nervio se origina en las neuronas preganglionares del núcleo de Edinger-Westphal (EW) y se proyecta a través del tercer par craneal hasta el ganglio ciliar. En la mayoría de los primates, el EW es un núcleo distinto que se encuentra inmediatamente dorsal a las subdivisiones somáticas del complejo oculomotor. Fue descrito por primera vez en un estudio de desarrollo de material neuroanatómico humano por Edinger (78) y, poco tiempo después, en un estudio neuropatológico de Westphal (419). Si bien ambos autores reconocieron que este núcleo era citoarquitectónico distinto del núcleo oculomotor, el estudio de Westphal llevó a la sugerencia de que el EW estaba involucrado en la inervación del iris y posiblemente en otros músculos intraoculares.

El primate EW está compuesto por células esféricas y ovoides relativamente grandes (aproximadamente 25 & # x0201340 & # x000b5m de diámetro) y otras neuronas en forma de huso (15 & # x000b5m & # x02013 30 & # x000b5m de diámetro) (por ejemplo, 195, 413). Las neuronas preganglionares dentro de la EW se identificaron inicialmente mediante un estudio de degeneración retrógrada (413). Posteriormente, estas neuronas se identificaron mediante estudios de trazadores neuroanatómicos retrógrados después de inyecciones en el ganglio ciliar de peroxidasa de rábano picante (HRP) (47, 61), [125 I] aglutinina de germen de trigo (WGA) (4), WGA-HRP (373), o trazadores fluorescentes (162). Todos estos estudios informaron que las neuronas preganglionares marcadas son generalmente las neuronas más grandes y más esféricas de la EW y son solo ligeramente más pequeñas que las motoneuronas somáticas del complejo oculomotor.

Basado en el número de células marcadas retrógradamente y el número estimado de axones parasimpáticos en el nervio motor ocular común, Burde y Loewy (47) sugirieron que había 300 & # x02013400 neuronas preganglionares en EW. Sin embargo, según los resultados de Akert y colegas (4), Ishikawa y colegas (162), y según observaciones personales, es más probable que el número de neuronas preganglionares en el primate EW esté en el rango de 800 & # x020131200.

Estudios adicionales han confirmado en muchas clases de vertebrados que el EW es el componente preganglionar y parasimpático del complejo nuclear oculomotor, y es la fuente central de inervación parasimpática del iris, el cuerpo ciliar y ciertos músculos y tejidos intraoculares adicionales (ver 195 para una revisión). Sin embargo, en muchas especies, incluidos los humanos, algunas o todas las células de las EW definidas por la citoarquitectura no son neuronas preganglionares, sino que son neuronas peptidérgicas de proyección central (a menudo urocortina-1), mientras que las neuronas preganglionares en realidad están ubicadas fuera de la citoarquitectura. EW definido (por ejemplo, 104, 152, 195, 239). Por ejemplo, en uno de los casos más claros de este desajuste, las células en la EW definida clásicamente de los gatos se proyectan hacia la médula espinal y el cerebelo (48, 217, 218, 314, 370), mientras que el ganglio ciliar recibe su entrada central de una colección de células preganglionares a lo largo de la línea media del mesencéfalo rostral y en el área tegmental ventral (198, 371, 399). Como se discutió en una revisión reciente (195), esto ha llevado a mucha confusión en la literatura, y ahora se acepta generalmente que el término EW debe complementarse con una terminología basada en la conectividad neuronal. Específicamente, las neuronas preganglionares colinérgicas que irrigan el ganglio ciliar ahora se denominan población preganglionar de Edinger-Westphal (EWpg), mientras que las neuronas peptidérgicas de proyección central se denominan población de proyección central de Edinger-Westphal (EWcp) (195). Esta nueva nomenclatura y la ubicación relativa de las poblaciones de células EWpg y EWcp para varias especies, incluidos los humanos, se muestran en las Figuras 3 y & # x200B y4 4.

Dibujos de líneas que muestran la organización de EWpg y EWcp en varias especies seleccionadas: aviar, rata, gato, mono y humano. Se muestran secciones representativas rostral (columna izquierda), media (columna central) y caudal (columna derecha). El EWcp se indica con un sombreado gris claro y EWpg se indica con un sombreado gris oscuro. Las celdas dispersas ubicadas fuera de los límites nucleares se indican mediante círculos sombreados adecuadamente. (De Kozicz et al., 2011) (195).

Representaciones tridimensionales (3-D) del complejo oculomotor humano, macaco, gato, rata y paloma, para ilustrar la organización tridimensional de EWpg y EWcp. Los modelos 3-D se cortan en puntos seleccionados para ilustrar cómo se verían las secciones frontales a través de este nivel. En los casos en que la población está dispersa y, por lo tanto, no está contenida en un núcleo discreto, se utilizan puntos. (De Kozicz et al., 2011) (195).

El ganglio ciliar

El ganglio ciliar en humanos tiene un tamaño de aproximadamente 3 mm y está ubicado 2 & # x020133 mm por detrás del globo y lateral al nervio óptico. Dentro del ganglio ciliar, las neuronas posganglionares son contactadas por las sinapsis nicotínicas colinérgicas de las terminales de los axones preganglionares parasimpáticos que, en los macacos, generalmente contienen neuropéptido Y (NPY) (Grimes et al., 1998). Los axones de estas neuronas posganglionares salen del ganglio ciliar para ingresar al ojo a través de los nervios ciliares cortos. Una vez en el ojo, los axones posganglionares se proyectan en el espacio supracoroideo para inervar ampliamente el esfínter pupilar y los músculos ciliares y, en las aves, la vasculatura coroidea (104). También hacen un número limitado de sinapsis en las terminales simpáticas del músculo dilatador de la pupila (174). Aunque las neuronas posganglionares en el ganglio ciliar reciben información principalmente de las neuronas preganglionares de EW, existe evidencia de entradas neuronales adicionales que pueden actuar para modular esta señal (241). Por ejemplo, existe buena evidencia de que algunos (

10 & # x0201320%) neuronas posganglionares reciben entradas del trigémino positivas para péptido relacionado con el gen de calcitonina / Sustancia P (CGRP / SP) (Figura 2) (por ejemplo, 187). Además, el análisis ultraestructural del ganglio ciliar del macaco mediante microscopía electrónica demostró heterogeneidad en la estructura celular y sináptica, así como en el contenido vesicular postsináptico (241). Por lo tanto, el ganglio ciliar no debe considerarse solo como un simple relé de entradas preganglionares de EW al ojo, sino también como un sitio de posible integración neuronal (104). Además, aunque muchos estudios han informado que todas las neuronas preganglionares hacen sinapsis en este ganglio en los mamíferos (p. Ej., 198, 324), ha habido cierto debate sobre la existencia de una sinapsis en este ganglio tanto para las células preganglionares relacionadas con la pupila como las relacionadas con la acomodación. neuronas. Por ejemplo, con base en estudios fisiológicos (418) y en estudios anatómicos retrógrados (164, 285) se ha informado que las neuronas EW no hacen sinapsis en el ganglio ciliar, sino que tienen una proyección directa al músculo ciliar. Otros informes no han estado de acuerdo con estos estudios y existe un consenso cada vez mayor sobre la existencia de una sinapsis entre las neuronas preganglionares y posganglionares en el ganglio ciliar de los primates (ver 316 para una revisión). Parece probable que algunos experimentos de trazadores retrógrados mostraron conexiones directas aparentes entre las neuronas preganglionares de la EW y sus eventuales dianas periféricas porque el trazador fue captado por fibras preganglionares que contactan con las células ganglionares intraoculares contenidas dentro de los ganglios ciliares accesorios del primate y otros mamíferos. . En algunos mamíferos, estos ganglios accesorios se ubican inmediatamente detrás de la esclerótica, mientras que en otros se ubican en la lámina supracoroidea a lo largo de las porciones intraoculares de los nervios ciliares desde el canal escleral hasta el iris y el cuerpo ciliar (198, 199). Las inyecciones en la vecindad de estas células ganglionares intraoculares habrían involucrado fibras preganglionares de neuronas EW y, por lo tanto, habrían dado como resultado un marcaje retrógrado de neuronas EW.

Vías del séptimo nervio que inervan el ojo

Núcleo salival superior y neuronas preganglionares # x02013

La vía parasimpática del séptimo nervio que inerva el ojo se origina en las neuronas preganglionares del núcleo salivatorio superior (SSN), que se encuentran en la médula ventrolateral, ligeramente dorsolateral al núcleo motor facial. En ratas, las neuronas preganglionares están algo entremezcladas y rodeadas por neuronas del grupo de células de catecolamina A5 (Figura 5) (por ejemplo, 70, 210). Todas las neuronas SSN son colinérgicas, y en conejos y ratas también se ha demostrado que muchas contienen óxido nítrico sintasa neuronal (nNOS) (70, 440, 441). En ratas, se ha establecido que una población de neuronas SSN preganglionares se proyecta a través de la rama petrosa mayor del nervio facial hacia el ganglio pterigopalatino (66, 70, 262, 264, 306, 351, 397), que envía fibras posganglionares a las estructuras oculares que participan en la regulación del flujo sanguíneo y la PIO (ver más abajo). La otra población de neuronas preganglionares dentro del SSN no está involucrada en el control autónomo del ojo. Estas neuronas se proyectan a través de la cuerda del tímpano al ganglio submandibular (66, 167, 262, 264, 306) que envía fibras posganglionares a las glándulas submandibular y sublingual. Existe una topografía burda dentro del SSN, de modo que las neuronas que se proyectan hacia el ganglio pterigopalatino generalmente se ubican ventrales a las que se proyectan hacia el ganglio submandibular (66, 70, 167, 262, 264, 397).

Diagrama que muestra la ubicación de las neuronas SSN precoroideas en ratas. Abreviaturas: 8n, nervio vestibulococlear Acs7, núcleo facial accesorio das, estría acústica dorsal DC, núcleo coclear dorsal g7, genu del nervio facial GiA, parte alfa del núcleo reticular gigantocelular icp, pedúnculo cerebeloso inferior m7, núcleo facial mlf, fascículo longitudinal medial LPGi , núcleo paragigantocelular lateral PPy, núcleo parapiramidal Pr, núcleo prepositus py, pirámide RMg, rafe magnus RPa, rafe pallidus núcleo rs, tracto rubroespinal scp, pedúnculo cerebeloso superior Sp5, núcleo espinal trigémino sp5, tracto espinal trigémino SSN, núcleo salival superior ts tracto tectoespinal VeCb, núcleo vestibulocerebeloso VeL, núcleo vestibular lateral VeM, núcleo vestibular medial. (Modificado de Li et al. 2010) (210)

Ganglio pterigopalatino

En los seres humanos, el ganglio pterigopalatino se encuentra en la fosa pterigopalatina, su forma varía entre los individuos, y se describe de forma diversa como cónica, triangular o elíptica, y se informa que mide aproximadamente 3 mm vertical, 4 mm sagital y 2 mm transversalmente (378 ). Sin embargo, más recientemente se ha reconocido que el ganglio pterigopalatino puede ser bipartito y también pueden estar presentes varios microganglios asociados (por ejemplo, 306, 325). Dentro del ganglio pterigopalatino, las neuronas preganglionares forman sinapsis nicotínicas colinérgicas con neuronas posganglionares. Los axones de estas neuronas posganglionares salen del ganglio pterigopalatino caudalmente y llegan al ojo a través de las ramas orbitales, el plexo retroorbitario y las ramas oculares (174, 321). Estas fibras posganglionares se dirigen a varias estructuras oculares que incluyen el epitelio ciliar y la red trabecular, así como los vasos sanguíneos del nervio óptico, el iris, el cuerpo ciliar, la coroides y la epiesclera (Figura 1, & # x200B, 2). 2). En los mamíferos, incluidos los primates, las fibras posganglionares del ganglio pterigopalatino también se proyectan a los vasos sanguíneos cerebrales, la glándula lagrimal, los vasos sanguíneos de la mucosa nasal y el paladar y las glándulas de Meibomio (207, 259, 317, 322, 380, 402, 409).

Las neuronas posganglionares dentro del ganglio pterigopalatino son colinérgicas, pero muchas también expresan nNOS y péptido intestinal vasoactivo (VIP) (132, 174, 201, 261, 306). Además, de manera similar al ganglio ciliar, algunas células del ganglio pterigopalatino en ratas están inervadas por colaterales de aferentes del trigémino (Figura 2) (374).

Vías simpáticas que inervan el ojo

La columna de células intermediolaterales

Las neuronas simpáticas preganglionares que inervan el ojo están ubicadas en la columna de células intermediolaterales (IML) en los segmentos C8-T2 de la médula espinal, una región denominada centro cilioespinal de Budge (y Waller). Los axones de estas neuronas preganglionares se proyectan hacia los ganglios de la cadena simpática y viajan en el tronco simpático hasta el ganglio cervical superior (149, 179).

Ganglio cervical superior

El ganglio cervical superior se encuentra en el nivel vertebral C1-C3 y, en los seres humanos, se encuentra inmediatamente anterior a la bifurcación de la arteria carótida común (423). Dentro del ganglio cervical superior, los axones preganglionares forman sinapsis nicotínicas colinérgicas con neuronas posganglionares. Los axones de estas neuronas posganglionares se proyectan desde el ganglio cervical superior como los nervios carótidos internos hasta el nivel de los senos cavernosos donde forman el plexo carotídeo alrededor de las arterias carótidas. Muchas de las fibras destinadas al ojo forman la raíz simpática del ganglio ciliar, que corre junto con la arteria oftálmica para entrar en la órbita. Estas fibras luego atraviesan el ganglio ciliar para ingresar al ojo a través de los nervios ciliares cortos (282, 315). Además, otras fibras simpáticas entran en el ojo a través de los nervios ciliares largos y también a través del canal óptico (315). Además de contener el neurotransmisor noradrenalina, muchas neuronas simpáticas posganglionares que se proyectan al ojo en mamíferos también expresan el péptido vasoconstrictor, neuropéptido Y (NPY) (41, 42, 46, 124, 137, 268, 306, 382), así como el cotransmisor ATP (295) (Figura 1).

Sistema nervioso trigémino - control de reflejos periféricos

En aves y mamíferos, las ramas nerviosas que surgen del nervio trigémino proporcionan la inervación sensorial del ojo. Más específicamente, la rama oftálmica del nervio trigémino se divide en los nervios lagrimal, frontal y nasociliar. Este último se divide en una rama principal que viaja con los nervios ciliares largos hasta el ojo y una rama menor que pasa a través del ganglio ciliar para entrar al ojo con los nervios ciliares cortos (174, 199, 261, 379). Además, en los monos, Ruskell (319) ha sugerido que existe una pequeña contribución a la inervación sensorial del ojo desde la rama maxilar del nervio trigémino.

Dentro del ojo de los mamíferos y las aves, las fibras sensoriales se distribuyen en la córnea (170, 230, 363), la conjuntiva (84, 222), el iris, que incluye el músculo esfínter, los vasos sanguíneos y los melanocitos anteriores (22, 174), el cuerpo ciliar que incluye el ciliar. procesos, vasos sanguíneos y una región del músculo ciliar cerca del espolón escleral (174, 323, 364) arterias retinianas centrales y oftálmicas (28, 33, 85, 306) coroides, incluidas las neuronas coroideas intrínsecas (337, 345, 364) vasos epiesclerales (340, 341) malla trabecular (205, 339).

Se ha reconocido que las terminaciones nerviosas periféricas y las colaterales de estas fibras sensoriales contienen varios neuropéptidos, y durante las últimas décadas se ha establecido que estos neuropéptidos también pueden servir como neurotransmisores (por ejemplo, 150, 174). Por lo tanto, ahora está claro que el sistema sensorial del trigémino puede actuar como un sistema efector local no solo dentro de las diversas estructuras oculares que inerva, sino también a través de colaterales que se informan tanto en los ganglios ciliares como en los pterigopalatinos (174, 261). En general, en los mamíferos, incluidos los humanos, un porcentaje significativo de terminaciones nerviosas sensoriales contienen sustancia P (SP) (174, 365, 385, 386) y péptido relacionado con el gen de la calcitonina (CGRP) (174, 366), y ambos neuropéptidos están presentes. en las células del ganglio trigémino (123, 174, 208). Además, se han informado otras taquiquininas como la neuroquinina A, la neuroquinina B y el neuropéptido K, al igual que la colecistoquinina (CCK), la galanina y la vasopresina (ver 174 para una revisión). La sustancia P, y presumiblemente otros neuropéptidos, se liberan de las terminaciones nerviosas periféricas en respuesta a la estimulación antidrómica del nervio trigémino, así como a la estimulación periférica de capsaicina, bradicinina, histamina, nicotina y prostaglandinas. (36, 174, 228, 411, 437).


RESULTADOS

B38 activa específicamente la anterior de I3.

Comprender la función de B38 requiere caracterizar la naturaleza de las contracciones musculares provocadas por B38. Se ha informado anteriormente que B38 inerva la región anterior del músculo I3 (Church y Lloyd 1991 Lotshaw y Lloyd 1990). Confirmamos que B38 activa específicamente la región anterior, y no la región posterior, de I3 y provoca un fuerte cierre de la mandíbula. Cuando se estimuló extracelularmente B38 y se registraron señales EMG de I3, aparecieron picos uno por uno en el soma de B38 y en el BN2 ipsilateral, y aparecieron EJP uno por uno en la región anterior, pero no posterior de I3 (Fig.2A ). Tanto en la EMG como en las preparaciones de registro de fuerza, la estimulación de otras neuronas motoras I3 provocó actividad en la parte posterior de I3, por lo que la falta de actividad posterior debido a la estimulación de B38 no fue el resultado de grabaciones deficientes (datos no mostrados). Cuando se estimuló B38 y se realizaron mediciones de fuerza desde la parte anterior y posterior de I3, se generó una fuerza anterior específica (Fig.2B ). Cuando se estimuló extracelularmente B38 en una preparación de masa bucal suspendida, las mandíbulas anteriores se cerraron en el lado ipsilateral al B38 estimulado (Fig.2C ), pero no se observó una contracción apreciable en el I3 posterior o contralateral.

La estimulación B38 provoca la activación del músculo I3 anterior específico. A: el soma de B38 se estimuló extracelularmente (1er rastro) y el canal del soma se cambió rápidamente al modo de registro. Aparecieron picos uno por uno en las grabaciones del soma de B38 (1er trazo) y los nervios bucales 2 (2o trazo BN2), y aparecieron potenciales de unión excitadora (EJP) uno a uno en la región anterior de I3 (3er trazo de I3a) pero no en la región posterior de I3 (cuarta traza de I3p). Los 4 valores de la barra de escala vertical en fondo siguen el mismo orden y corresponden a los 4 trazos mostrados (se utiliza una convención similar para las barras de escala en todas las figuras siguientes). B: B38 se estimuló intracelularmente (tren de pulsos de 2 s, 15 Hz) con transductores de fuerza unidos al músculo. Aparecieron picos de B38 en el registro del BN2 ipsilateral (1er trazo), y se generó una gran fuerza en el I3 anterior, mientras que se midió poca fuerza en el posterior (2º trazo ant., Poste anterior, posterior). Las mediciones de fuerza se suavizaron en el posprocesamiento para eliminar el ruido. C: el B38 en el ganglio bucal izquierdo se estimuló extracelularmente en la masa bucal suspendida y los maxilares anteriores se cerraron en el lado izquierdo de la masa bucal (las flechas blancas apuntan al cierre de la mandíbula anterior). Los fotogramas mostrados ocurrieron a intervalos de un tercio de segundo, y la estimulación se aplicó 0,25 s antes del primer fotograma, lo que provocó que B38 explotara durante varios segundos.

La actividad de B38 aumenta durante la deglución in vitro y esta actividad se puede identificar en BN2.

Conocer la actividad de B38 en los diferentes programas motores y ser capaz de identificar esta actividad sin registrar directamente del soma de B38 facilitaría la recopilación de datos in vitro y especialmente in vivo. Para obtener estos datos, en la preparación de masa bucal suspendida, localizamos B38 con un electrodo extracelular y luego registramos su actividad durante los programas motores. Cuando se generaron programas de mordedura mediante la aplicación de carbacol al ganglio cerebral, la descarga de B38 fue muy débil, ocurriendo en la fase posterior a la retracción (Fig.3A ). Cuando introdujimos algas en la boca y fueron agarradas por la rádula, la masa bucal cambió a un modo similar al de deglución y el disparo de B38 se intensificó mucho. La actividad de B38 no solo fue más intensa, sino que también continuó en la siguiente fase de prolongación (Fig.3B ), consistente con la hipótesis de que B38 cierra las mandíbulas durante la fase de prolongación de la deglución. Lo que es más importante, también observamos que cuando B38 está activo después de la retracción o durante la prolongación, produce consistentemente la unidad más grande en BN2 durante esta fase del programa motor. Cuando se localizó y registró B38 con el uso de un electrodo de soma extracelular en la preparación de masa bucal suspendida, los picos de BN2 producidos por B38 eran más grandes que los picos de BN2 no B38 más grandes que aparecieron durante las fases de prolongación o intervalos de mordida entre patrones. , deglución o respuestas de rechazo en el 100% (15/15) de los experimentos. En promedio, los picos de BN2 de B38 fueron 1,40 & # x000b1 0,16 (SD) veces más grandes que los picos de BN2 siguientes en fase sin retracción más grandes, los picos de B38 fueron significativamente más grandes que los picos más grandes que no son de B38 durante este tiempo (PAG & # x0003c 0,05, emparejado t-prueba). La gran unidad característica producida por B38 es evidente en los registros de BN2 ipsilateral y contralateral de la figura 3.B . Al inicio de la ráfaga B38, su actividad puede solaparse con otras unidades BN2 grandes, pero durante la parte principal de la ráfaga B38, ninguna otra unidad BN2 de un tamaño comparable está activa. Como resultado de este hallazgo, la actividad asociada a la prolongación de B38 se puede identificar a partir de un registro de BN2 solo, sin registro de soma correspondiente, tanto in vitro como in vivo.

La actividad de B38 aumenta durante la deglución in vitro y la actividad se puede identificar en BN2. Los registros se muestran desde el músculo I2 [el primer trazo media la protracción (Hurwitz et al. 1996)], el nervio radular [RN, el segundo trazo media el cierre del agarrador (Morton y Chiel 1993a, 1993b)], los nervios bucales 2 contralateral e ipsilateral [cBN2 y Las trazas iBN2, 3ª y 4ª inervan el músculo I3 (Morton y Chiel 1993a, 1993b Scott et al. 1991, en el que se hizo referencia a BN2 como nervio 5)] y al soma de B38 (5ª traza). A: un registro de una mordedura inducida por carbacol en la masa bucal suspendida. Tenga en cuenta que la actividad de RN ocurre principalmente durante la fase de retracción, por lo que este es un programa de ingestión (Morton y Chiel 1993a). B38 disparó una vez al final de la fase de retracción y una vez al final de la retracción de la mordida anterior. Estos picos uno a uno se pueden ver en los canales soma e iBN2 de B38 (conectados por líneas discontinuas grises). Tenga en cuenta que debido a que el registro del soma B38 se obtuvo utilizando un electrodo extracelular, este electrodo también podría registrar la actividad de las neuronas adyacentes (la actividad de unidades pequeñas en el canal del soma B38). Los picos generados en este canal por la neurona sobre la que se colocó el electrodo, en este caso B38, eran de tamaño mucho mayor y claramente distinguibles de los picos generados por neuronas adyacentes. B: después de que las algas se introdujeron en la boca, la masa bucal pasó a la deglución. Tenga en cuenta que la actividad de RN se produce de nuevo principalmente durante la fase de retracción y también que la fase de retracción es más larga con una actividad de BN2 más intensa. La actividad de B38 aumentó dramáticamente y continuó durante la fase de prolongación. Los picos en los canales B38 soma e iBN2 son uno por uno (los subrayados grises sólidos ver recuadro). Después de la retracción y durante la prolongación, la unidad de B38 es la única unidad grande activa en BN2. Esto también es evidente en el cBN2, donde la actividad de B38 (subrayado gris discontinuo) está altamente correlacionada con la del iB38 pero no es una por una.

La actividad de B38 durante la prolongación de la deglución se asocia con el cierre de las mandíbulas sobre la comida.

¿Cuál es el papel funcional del cierre de la mandíbula anterior inducido por B38? En los patrones de deglución en la masa bucal suspendida, observamos que cuando B38 disparaba intensamente, las mandíbulas se cerraban sobre las algas durante la fase de prolongación (Fig.4A ). El uso de esta preparación in vitro proporcionó ventajas clave para comprender la cinemática de estos movimientos evocados por B38 durante los programas motores: la masa bucal suspendida proporciona una vista más clara de las mandíbulas que la que se observa en la mayoría de los patrones in vivo. Además, en la masa bucal suspendida, es más fácil saber cuándo se cierran las mandíbulas debido a las contracciones activas de I3 en lugar de cuando la boca se cierra pasivamente. Constantemente observamos que la intensa actividad de B38 se asoció con el cierre de las mandíbulas sobre los alimentos durante la deglución in vitro. Un análisis de una serie de patrones de deglución mostró una fuerte correlación entre la duración del estallido de B38 y la cantidad de cierre de la mandíbula durante la prolongación (Fig.4B ). También es importante señalar que durante los patrones con intensa actividad de B38, generalmente no hay estallido de ninguna otra unidad motora BN2 durante la fase de prolongación, lo que implica aún más fuertemente que B38 es responsable de este cierre de la mandíbula.

El estallido de B38 está asociado con el cierre de las mandíbulas sobre la comida. A: registro de un patrón de deglución en la masa bucal suspendida. La actividad de unidad grande característica de B38 se indica en el cuadro gris: tenga en cuenta que el estallido de B38 (cuadro gris, tercer trazo) comienza antes y luego se superpone a la actividad de prolongación I2 (primer trazo). El ancho de la mandíbula, normalizado a la longitud de arriba a abajo de las mandíbulas, se muestra en fondo. Las mandíbulas anteriores comenzaron a cerrarse & # x0223c1 s después del comienzo de la explosión de B38 y se cerraron completamente en las algas al final de la explosión de B38, durante la fase de prolongación. Durante la fase de retracción, las mandíbulas anteriores mostraron relajación (el ancho de la mandíbula aumentó) a medida que las algas se tiraban hacia adentro. En el ejemplo que se muestra, las mandíbulas no se relajaron completamente antes de la deglución posterior, esto varió de una deglución a otra. B: se analizó una serie de 14 patrones de deglución de 1 experimento de masa bucal en suspensión, y se midieron la duración de la explosión de B38 y el ancho mínimo de la mandíbula durante la prolongación. Hubo un fuerte y altamente significativo (PAG & # x0003c 0,001) correlación entre la duración de la ráfaga de B38 y la disminución del ancho de la mandíbula, es decir, las ráfagas de B38 más largas se asociaron con un mayor cierre de las mandíbulas anteriores. Constantemente observamos, en experimentos que utilizaron la preparación de masa bucal suspendida, que siempre que se producía un estallido muy intenso de B38 durante la fase de prolongación, se asociaba con el cierre de la mandíbula anterior.

La contracción muscular inducida por B38 genera una fuerza que resiste el movimiento hacia afuera de los objetos en la boca.

Estos datos muestran que B38 hace que las mandíbulas se cierren sobre los alimentos, pero no muestran que este cierre produzca suficiente fuerza para ayudar a mantener los alimentos en la boca. Para probar esto, usamos un servomotor para mover un tubo de polietileno hacia afuera desde entre las mordazas. Estimulamos extracelularmente B38 durante este movimiento hacia afuera para probar si la contracción del músculo generaría fuerza que resista el movimiento. De hecho, observamos una fuerza hacia adentro en el tubo correspondiente a la fuerza generada en la parte anterior de I3 (Fig. 5). La fuerza máxima hacia adentro en el tubo cuando se estimuló B38 fue significativamente mayor que la fuerza máxima hacia adentro en el tubo cuando se movió fuera de la boca en ausencia de estimulación neuronal B38 (fuerza normalizada promedio con estimulación B38 0.84 & # x000b1 0.13, fuerza normalizada promedio sin estimulación B38 0.38 & # x000b1 0.14 norte = 3 experimentos, cada uno con 3 ensayos con y 3 ensayos sin estimulación PAG & # x0003c 0,001, emparejado t-prueba).

La contracción de I3 inducida por B38 puede generar una fuerza que resiste el movimiento hacia afuera de un objeto en la boca. Recuadro, arriba: esquema que muestra una vista aérea de la configuración. Se conectó un tubo de polietileno a un servomotor, se colocó el tubo entre las mandíbulas de la masa bucal y se programó el servomotor para sacar el tubo de la boca (1ª fila: movimiento hacia fuera del tubo). Un transductor de fuerza (a en esquema) se utilizó para medir la fuerza de contracción de la parte anterior de I3 (tercera fila) y el servomotor (B en el esquema) midió la fuerza hacia adentro correspondiente en el tubo (4ª fila). A: una corrida de control en la que el tubo se movió hacia afuera pero B38 no fue estimulado. El movimiento del tubo provocó pequeñas fuerzas positivas en los registros de fuerza de la parte anterior de I3 y del tubo, debido a la fricción entre el tubo y el músculo. El registro de BN2 (segunda fila) muestra el nivel de fondo espontáneo de la actividad de BN2 durante el experimento, que observamos que no provocó la contracción de I3. (Cuando el tubo no se movió, esta actividad de fondo espontánea no indujo datos de fuerza medibles que no se muestran). B: justo después de que comenzara el movimiento del tubo, se estimuló B38 a través de un electrodo extracelular colocado sobre su soma (segunda fila: registro de BN2 que muestra la actividad de B38 de unidades grandes que comienza inmediatamente después de la estimulación). Se evocó una gran fuerza en la parte anterior de I3 por la estimulación B38, y se midió una fuerza correspondiente en el tubo, que fue mucho mayor que la fuerza durante la carrera de control. Tenga en cuenta que la actividad de fondo de otras unidades BN2 fue similar a la de la ejecución de control. En el nivel de aumento que se muestra en la grabación principal BN2 de B, puede parecer que hay una unidad BN2 más pequeña que fue activada por la estimulación extracelular al mismo tiempo que B38. La expansión en Derecha muestra que esta no es una unidad más pequeña separada, sino que es parte de la unidad BN2 del potencial de acción B38. Debajo de la expansión, se muestra un registro obtenido durante el mismo experimento, durante el cual se localizó B38 utilizando un electrodo extracelular. Existe una correspondencia uno a uno entre los picos registrados del soma de B38 y de BN2 (latencia del soma de B38 a BN2: 7.7 & # x000b1 0.4 ms basado en 23 pares de picos). Tenga en cuenta que los potenciales de acción BN2 de B38 tienen el mismo tamaño (altura de pico promedio 106.2 & # x000b1 3.7 & # x003bcV durante el registro con grabación soma B38 simultánea versus 104.5 & # x000b1 4.4 & # x003bcV sin) y forma en ambas grabaciones, lo que confirma que la estimulación extracelular activó B38 durante el funcionamiento del servomotor.

El estallido intenso de B38 durante la prolongación se produce al tragar, pero no en otros patrones in vivo.

¿Se puede observar el aumento de la actividad de B38 durante la prolongación en las degluciones en animales intactos? Obtuvimos grabaciones de video electrofisiológicas y sincronizadas de animales que realizaban diferentes comportamientos de alimentación in vivo y clasificamos los comportamientos como mordeduras, degluciones o rechazos (Kupfermann 1974) sobre la base de los movimientos observados. Debido a la actividad característica de BN2 de gran unidad de B38 que se produce después de la retracción y durante la prolongación, pudimos identificar la actividad de B38 en estas grabaciones in vivo. Vimos que muchas golondrinas contenían un estallido intenso de B38 que continuaba durante gran parte de la fase de prolongación (Fig.6B ). Mordeduras (Fig.6A ) y rechazos (Fig.6D ) contenía una actividad de B38 mucho más débil, que por lo general terminaba antes o muy temprano en la prolongación. Algunas golondrinas tenían una prolongación más fuerte de lo habitual, de modo que la rádula se hizo visible en la prolongación máxima, a diferencia de las degluciones normales. A estos patrones los denominamos golondrinas radula visibles. Estos patrones a menudo tenían más actividad de B38 que las mordeduras o los rechazos, pero menos que las degluciones normales, y la actividad no persistió durante tanto tiempo en la fase de prolongación (Fig.6C ). Estas observaciones son consistentes con nuestra hipótesis, porque si la actividad de B38 hiciera que las mandíbulas se cerraran durante la prolongación, es poco probable que la rádula se hiciera visible.

B38 es más activo en la deglución normal in vivo en comparación con otros comportamientos. Todas las grabaciones que se muestran son del mismo animal. Tenga en cuenta que el momento de la actividad de RN en relación con la actividad de prolongación de I2 indica la naturaleza ingestiva de las primeras 3 conductas y la naturaleza egestiva de la cuarta conducta. A: un patrón de morder. La actividad de B38 (recuadro gris) es escasa y termina temprano en la fase de prolongación (la fase de prolongación está indicada por la gran explosión de actividad de I2). B: un patrón de deglución normal. La actividad de B38 es muy intensa y continúa durante la fase de prolongación. Tenga en cuenta la gran superposición entre la actividad B38 y la actividad I2. C: una radula visible golondrina. B38 es más activo que en la mordedura pero menos que en la deglución normal. La actividad de B38 se superpone parcialmente a la actividad de I2. D: un patrón de rechazo. B38 no está activo.

A nivel de patrón individual, la actividad de B38 fue muy variable entre diferentes respuestas, incluso del mismo tipo de comportamiento (Fig.7A muestra 20 ejemplos de mordeduras y degluciones normales (variabilidad similar también estuvo presente para los otros comportamientos). Para caracterizar la actividad típica de B38 en los diferentes patrones, calculamos la actividad media de B38 desde el final de la retracción anterior hasta el final de la prolongación para cada tipo de patrón (Fig.7B ). Estos promedios mostraron claramente que B38 era mucho más activo en la deglución normal que en los otros patrones. Además, la actividad de B38 en la deglución tendió a alcanzar su punto máximo al inicio de la prolongación, mientras que no apareció tal pico en los otros patrones. También cuantificamos el número de picos de B38 identificables en cada ráfaga de B38 (Fig.7C ) y la frecuencia promedio durante cada ráfaga de B38 (a diferencia de las frecuencias de disparo instantáneas promediadas en la Fig.7B ) para los distintos patrones (Fig.7D ). Tanto el número de picos de B38 por ráfaga como la frecuencia promedio para la deglución normal fueron significativamente más altos que para cualquiera de los otros tres patrones. El número de picos y la frecuencia promedio para la deglución de la rádula visible también fueron significativamente más altos que para las mordeduras y los rechazos. Estos resultados apoyan la hipótesis de que el cierre de la mandíbula anterior inducido por B38 ocurre específicamente en los patrones de deglución.

Aunque existe variabilidad entre las respuestas individuales, la actividad de B38 en la deglución es significativamente mayor que en otros comportamientos. Se analizaron un total de 150 mordeduras, 130 degluciones normales, 61 degluciones de radula visibles y 53 rechazos tomados de 6 animales intactos que se comportaban. Todos los datos del patrón están incluidos en C y D. Para B, se analizó un subconjunto de patrones para capturar mejor la actividad típica cuando B38 está activo durante una serie de patrones (ver materiales y métodos). Los criterios utilizados dieron como resultado 31 mordeduras, 84 degluciones normales, 40 degluciones de rádula visibles y 20 rechazos que se analizaron. A: para ayudar a ilustrar la variabilidad a través de diferentes respuestas en el conjunto de datos, la actividad B38 de 20 picaduras (izquierda) y 20 golondrinas normales (Derecha) seleccionados al azar del conjunto de patrones promediados en B se traza. En cada una de las 2 columnas, cada fila representa una única respuesta. Cada marca de verificación negra representa un solo pico B38. Las respuestas se alinearon al comienzo de la fase de prolongación (línea vertical gris gruesa central), identificada a partir del registro del músculo I2. los izquierda La línea gris gruesa en cada fila representa el final de la fase de retracción del patrón anterior, identificado usando el final del estallido de la neurona motora B43 en la grabación BN2 (Lu et al. 2013). los Derecha La línea gris gruesa en cada fila representa el final de la fase de prolongación, identificada a partir del registro del músculo I2. Los gráficos muestran una variabilidad considerable tanto en la duración como en la intensidad de la actividad de B38 de respuesta a respuesta, pero también muestran que B38 tiende a ser más activo al tragar que al morder, especialmente durante la fase de prolongación. B: frecuencias medias instantáneas de disparo para morder, deglución normal, deglución de rádula visible y rechazo. Para cada tipo de comportamiento, todas las respuestas se normalizaron y luego se promediaron juntas.Primero, se calculó la frecuencia de disparo instantánea (IFF) para cada pico de B38. A continuación, se normalizaron los gráficos de IFF. La actividad desde el final de la retractación anterior (izquierda líneas grises en A) hasta el inicio de la prolongación (líneas centrales en A) se normalizó al rango de tiempo & # x02212100 a 0. La actividad desde el inicio de la prolongación (líneas centrales en A) hasta el final de la prolongación (Derecha líneas grises en A) se normalizó en el rango de tiempo de 0 a 100. Tenga en cuenta que aunque este proceso de normalización da como resultado el XComo la escala de eje no tiene unidades, los IFF retuvieron los mismos valores en Hz que tenían antes de la normalización. Después de la normalización, los gráficos IFF para todas las respuestas de cada tipo se alinearon en los 3 puntos de tiempo normalizados (& # x02212100, 0, 100) y se promediaron. Las líneas continuas y discontinuas muestran promedios & # x000b1 SE. En la deglución normal, la frecuencia de disparo promedio aumenta y alcanza su punto máximo al principio de la prolongación. En la deglución de rádula visible, la frecuencia de disparo promedio es más baja que en la deglución normal y desciende hacia cero antes en la prolongación. Al morder y rechazar, la frecuencia promedio de disparo es menor que en cualquier tipo de deglución y cae a cero muy temprano en la prolongación. C: número total de picos de B38 en las ráfagas identificables de B38 para cada respuesta. Los diagramas de caja y bigotes muestran la mediana (línea central), el primer y tercer cuartil (bordes de la caja) y los valores mínimo y máximo. D: frecuencia media de disparo de B38 en las ráfagas identificables de B38 para cada respuesta. *PAG & # x0003c 0,001, deglución significativamente menor que la normal (prueba de Mann-Whitney). **PAG & # x0003c 0,001, significativamente menor que la deglución normal y la deglución de rádula visible (prueba de Mann-Whitney). Para las comparaciones indicadas, con la corrección de Bonferroni, consideramos PAG & # x0003c 0.05 / 10 = 0.005 para ser significativo.

La estimulación repetida de B38 cambia drásticamente la relación fuerza-frecuencia.

Después de cuantificar la actividad in vivo de B38, fue posible determinar si esta actividad sería suficiente para cerrar las mandíbulas. Para probar esto, generamos una curva de fuerza-frecuencia estimulando intracelularmente a B38 para que dispare con trenes de pulsos de 2 s a frecuencias que cubren el rango in vivo y midiendo las fuerzas generadas en la parte anterior de I3 (Fig.8A ). Se utilizaron estimulaciones de dos segundos porque la duración media de la ráfaga medida para las degluciones in vivo fue de 1,84 s, y es probable que sea una ligera subestimación porque la ráfaga de B38 a veces comienza tarde en la retracción anterior y los picos tempranos de B38 no siempre se pueden distinguir claramente. de las unidades de fase de retracción producidas por otras neuronas motoras. Observamos que las frecuencias de disparo por debajo de 10 Hz normalmente no generaban fuerza. La frecuencia de umbral para la generación de fuerza típicamente cayó en el rango de 10 a 12 Hz. Observamos un aumento aproximadamente lineal de la fuerza con la frecuencia desde el punto en que la fuerza comenzó a generarse hasta & # x0223c20 Hz, después de lo cual se hizo evidente el comienzo de la saturación. Nuestros resultados en la Fig.7B muestran que la frecuencia media in vivo de B38 en la deglución fue de 8,25 Hz. Esto implicaría que, aunque B38 se recluta específicamente al tragar, la actividad de B38 en la mayoría de las degluciones in vivo sigue siendo insuficiente para provocar la contracción muscular. ¿Hay alguna forma de resolver esta aparente discrepancia? Trabajos anteriores que muestran que la estimulación repetida de B38 conduce a grandes aumentos de fuerza debido a la liberación de pequeños péptidos cardioactivos de B38 (Fox y Lloyd 1997, 2001 Lotshaw y Lloyd 1990) sugiere que la modulación puede ser crítica.

La estimulación repetida de B38 cambia la relación fuerza-frecuencia. A: generamos una curva fuerza-frecuencia no modulada realizando estimulaciones únicas de B38 durante 2 s en un rango de frecuencias. Los resultados se promedian de 5 experimentos (las barras de error indican & # x000b1SD). Las fuerzas se normalizaron a la fuerza máxima de ese experimento. La mediana de la frecuencia de deglución de B38 in vivo se indica (flecha), tenga en cuenta que esta frecuencia cae esencialmente en la parte inferior de la curva. B: fuerzas de una única estimulación B38 de 2 s, 12 Hz (izquierda), una serie de estimulaciones de 2 s, 8 Hz cada 5 s (centrar), y una serie de estimulaciones de 2 s, 10 Hz cada 5 s (Derecha). Todos los datos son del mismo experimento. Las barras horizontales negras indican los tiempos de estimulación. La estimulación repetida a 8 Hz llevó la fuerza de cero a casi el tamaño de una estimulación no modulada de 12 Hz. La estimulación repetida a 10 Hz generó fuerzas aún mayores. C: fuerzas promediadas obtenidas utilizando los protocolos que se muestran en B: estimulaciones únicas de 2 s, 12 Hz (izquierda, 13 experimentos), una serie de estimulaciones de 2 s, 8 Hz (centrar, 12 experimentos) y una serie de estimulaciones de 2 s, 10 Hz (Derecha, 11 experimentos). Las barras de error indican & # x000b1SE. Para la serie de estimulación de 8 Hz, la fuerza inicial promedio fue aproximadamente cero y la fuerza promedio aumentó para alcanzar el mismo nivel que la fuerza promedio no modulada de 12 Hz en la sexta estimulación. Para la serie de estimulación de 10 Hz, la fuerza inicial promedio estaba apenas por encima de cero, y la fuerza promedio aumentó rápidamente, alcanzando un nivel dos veces mayor que la fuerza promedio de 12 Hz no modulada.

Para probar la efectividad de esta modulación por B38 sobre sí mismo, lo que denominamos & # x0201csautomodulación & # x0201d porque la neurona misma es responsable de su propia modulación [un subtipo de modulación intrínseca, que se ha definido (Cropper et al. 1987 Katz 1995) como modulación desde dentro del mismo circuito], estimulamos B38 repetidamente, usando trenes de pulsos de 2 s con espacios de 3 s entre trenes. La estimulación resultante una por cada 5 s coincide con el intervalo entre degluciones más común in vivo (Hurwitz y Susswein 1992, nuestras observaciones fueron consistentes con estos resultados). Usamos frecuencias de 8 y 10 Hz, cercanas a la frecuencia media in vivo de 8.25 Hz, de modo que nuestras estimulaciones simularan series de deglución in vivo. En ausencia de modulación, una estimulación B38 de 2 s, 8 Hz provocó la contracción muscular en solo el 6,3% (1/16) de los experimentos. Incluso una estimulación de 2 s, 10 Hz provocó la contracción muscular en solo el 18,8% (3/16) de los experimentos. Las repetidas estimulaciones provocaron un rápido aumento de la fuerza, con el primer tren generando poca o ninguna fuerza y ​​los trenes posteriores generando fuerzas cada vez más grandes (Fig.8B ). Las fuerzas aumentadas tendieron a estabilizarse alrededor de la cuarta a la quinta estimulación. Cuando probamos estas estimulaciones repetidas, la activación de B38 de 8 Hz generó fuerza en el 83,3% (10/12) de los experimentos y estimulación de 10 Hz en el 90,9% (10/11) de los experimentos. Por el contrario, la estimulación repetida con trenes de pulsos de 5 Hz y 2 s no generó ninguna fuerza (datos no mostrados). Combinados con nuestros datos in vivo sobre la actividad de B38 (Fig.7), estos resultados sugieren que la modulación permite que B38 cause el cierre de la mandíbula anterior en la fase de prolongación de muchas, pero no todas, las degluciones in vivo, pero no en mordeduras o rechazos.

La modulación a través de la célula metacerebral y a través de la actividad de morder de B38 también ayuda a las contracciones evocadas por B38 en la deglución.

En una serie de golondrinas, la automodulación de B38 le ayuda a generar fuerza, pero esto no explica cómo generaría fuerza B38 en la primera deglución de una serie. Hay dos fuentes potenciales de modulación que podrían desplegarse antes de que ocurra cualquier golondrina. Cuando un animal entra en contacto con la comida, se excita e intenta agarrar la comida mordiéndola una vez que la agarra, se produce la transición a la deglución. B38 no es del todo silencioso durante la mordedura, sino que se dispara a niveles muy por debajo del umbral para provocar la contracción muscular. Figura 6A muestra un ejemplo de esta actividad B38 de baja frecuencia. ¿Podría la débil actividad de B38 al morder modular las contracciones musculares provocadas por B38 durante la deglución? Otra fuente de modulación hacia las contracciones evocadas por B38 es el MCC (Fox y Lloyd 1998), una neurona serotoninérgica que comienza a explotar durante la excitación alimentaria. La actividad in vivo de la MCC se ha registrado en dos estudios anteriores (Kupfermann y Weiss 1982 Weiss et al. 1978). Los resultados de estos estudios sugieren que el MCC estalla inicialmente a una frecuencia promedio de & # x0223c3 Hz durante aproximadamente 20 s en el primer contacto del animal con la comida, y que la frecuencia promedio luego cae a & # x0223c1 Hz antes de disminuir gradualmente en el transcurso de la comida. ¿Podría esta actividad del CCM también ayudar a prepararse para las contracciones provocadas por B38 al inicio de una serie de deglución?

Para responder a estas preguntas, estimulamos B38 durante 2 s a una frecuencia justo por encima del umbral para la generación de fuerza no modulada en un experimento dado, luego estimulamos B38 a la misma frecuencia después de aplicar una estimulación débil de B38 o una estimulación del MCC, y medimos el cambio en vigor. Específicamente, esperamos 200 s entre las estimulaciones de B38, que es la duración que observamos que era necesaria para que los efectos de la automodulación se disiparan por completo después de una sola estimulación de 2 s. Para simular la actividad de B38 en un bocado seguido de un trago, estimulamos B38 a 2 Hz durante 2 sy luego estimulamos B38 a la frecuencia supraumbral después de un intervalo de 3 s. Observamos que esta activación débil de B38 provocó un aumento grande y significativo en la fuerza generada por la estimulación posterior de B38 (Fig.9, A y D). Para el MCC, simulamos la ráfaga inicial usando una estimulación de 20 s, 3 Hz para ver si la modulación del MCC ya habría surtido efecto si el animal pasara a tragar muy temprano en una secuencia de ingestión. Esta estimulación provocó un aumento significativo de la fuerza evocada por B38 (Fig.9, B y D). También probamos una estimulación de 20 s, 3 Hz seguida de una estimulación de MCC de 60 s, 1 Hz para ver si la modulación de MCC aumentaría a medida que el animal pasaba más tiempo alimentándose. Esto resultó en un aumento mucho mayor en la fuerza (Fig.9, C y D), lo que no es sorprendente a la luz del hallazgo de Weiss et al. (1978) que hay un desfase de tiempo antes del pico de modulación del MCC al Aplysia se alcanza el músculo I5. Además, observamos que la adición de MCC y la auto-modulación juntas dio como resultado fuerzas más grandes que la aplicación de cualquiera de ellos individualmente (datos no mostrados). Estos resultados sugieren que aunque B38 no tiene ningún papel activo en provocar la contracción muscular durante la mordedura, la actividad tanto de B38 como del MCC durante la etapa inicial de mordida de una comida aumenta la modulación para ayudar a B38 a evocar contracciones I3 cuando el animal cambia a deglutir. .

La actividad débil de B38 durante la mordedura y la modulación extrínseca a través de la célula metacerebral (MCC) proporcionan una modulación adicional. A: estimulamos B38 a una frecuencia justo por encima del umbral de generación de fuerza cada 200 s. Precedimos a cualquier otra estimulación con una estimulación de 2 Hz, una frecuencia muy por debajo del umbral, para simular un mordisco que precede a una deglución. Se muestra un solo par de estimulaciones de una serie. Esta débil estimulación de B38 provocó un gran aumento de la fuerza. B: estimulamos B38 cada 200 s a una frecuencia justo por encima del umbral sin y con una estimulación previa del MCC. Una estimulación MCC de 20 s, 3 Hz provocó un aumento de la fuerza. C: una estimulación MCC de 20 s, 3 Hz seguida de una estimulación MCC de 60 s, 1 Hz provocó un aumento mayor en la fuerza generada por la estimulación B38. D: fuerzas moduladas promedio para cada uno de los 3 tratamientos mostrados en A & # x02013C como se indica. Las fuerzas se normalizaron a la fuerza media previa al tratamiento para el tratamiento dado. Barra A, 12 pares de estimulación de 3 experimentos barra B, 9 pares de estimulación de 3 experimentos barra C, 9 pares de estimulación de 3 experimentos. Las barras de error indican & # x000b1SE. *PAG & # x0003c 0.01, significativamente diferente del valor de pretratamiento (emparejado t-prueba).


BIOL235: Intermedio I

A) El tejido muscular está especializado para la contracción y generación de fuerza.

B) El tejido epitelial forma glándulas.

C) El tejido nervioso está especializado en la transmisión de impulsos eléctricos.

D) El tejido conectivo está especializado para el intercambio entre los entornos internos y externos.

A. Solo las células nerviosas y musculares tienen una diferencia de potencial a través de la membrana en reposo.

B. Requiere que muy pocos iones se distribuyan de manera desigual.

C. Tiene el mismo valor en todas las celdas

D. Cambia drásticamente mientras la celda está en reposo.

aumentar la liberación del transmisor en la hendidura

bloquear la liberación del transmisor

inhibir la síntesis del transmisor

bloquear la recaptación del transmisor

Bloquear las enzimas hendidas que metabolizan el transmisor.

unirse al receptor para bloquear o imitar la acción del transmisor

A. La acetilcolina se une a los receptores colinérgicos

B. La acetilcolina se une a los receptores nicotínicos y muscarínicos.

C.La síntesis de acetilcolina es catalizada por acetilcolinesterasa

D. Tanto la acetilcolina se une a los receptores colinérgicos como la acetilcolina se une a los receptores nicotínicos y muscarínicos son correctos


Abstracto

Los miembros de las familias del factor de crecimiento nervioso (NGF) y del factor neurotrófico derivado de la línea de células gliales (GDNF), que comprenden neurotrofinas y ligandos de la familia GDNF (GFL), respectivamente, son cruciales para el desarrollo y mantenimiento de conjuntos distintos de neuronas centrales y periféricas. . Los estudios de knockout en el ratón han revelado que los miembros de estas dos familias podrían colaborar o actuar secuencialmente en una neurona determinada. Aunque las neurotrofinas y las GFL activan vías de señalización intracelular comunes a través de sus receptores tirosina quinasas, existen varias diferencias claras entre estas familias de factores tróficos.


Microheterogeneidad del receptor postsináptico

Los nuevos datos que indican que no todas las microrregiones de membrana postsináptica contienen nAChR en las etapas embrionarias y adultas tardías sugieren que la focalización mediada por α3 en la sinapsis de las neuronas CG puede ser más compleja de lo que se pensaba originalmente (Tsen et al. 2000). Una pista sobre la posible importancia de las sinapsis que carecen de α3-nAChR proviene de la demostración de que las neuronas CG de pollo también expresan receptores de glicina funcionales (GlyR) en etapas embrionarias tardías (Zhang y Berg, 1995). La distribución espacial y el significado funcional de la expresión de GlyR en estas neuronas colinoceptivas es particularmente interesante ya que las terminales presinápticas son colinérgicas (Reiner et al. 1991). Además, las neuronas ciliares están inervadas por una sola terminal presináptica, una gran terminación tipo cáliz (De Lorenzo, 1960 Hess, 1965 Landmesser y Pilar, 1972). Están presentes múltiples microrregiones sinápticas distintas en la zona de aposición entre el cáliz y la neurona postsináptica. Un trabajo reciente en nuestro laboratorio ha demostrado una nueva heterogeneidad del receptor postsináptico: bajo un cáliz presináptico terminal, los grupos de nAChR y los grupos de GlyR separados, pero proximales, se encuentran en microrregiones de membrana discretas en las neuronas ciliares. en vivo (Tsen et al. 2000). La coexistencia de estos dos tipos de receptores bajo una misma terminación es sorprendente ya que responden a diferentes transmisores de acción rápida que generalmente tienen acciones opuestas. Además, estos datos contradicen la interpretación actual del principio de Dale, que sostiene que todas las zonas activas derivadas de un axón liberan la misma combinación de neurotransmisores, mientras que todas las membranas postsinápticas subyacentes en una neurona contienen los mismos tipos de receptores (Dale, 1935 Nicoll & Malenka, 1998).

Los estudios de inmunomarcaje ultraestructurales demostraron que los α3-nAChR y los GlyR están agrupados en solo un subconjunto de las microrregiones de membrana postsinápticas especializadas debajo del cáliz (Fig.3 Tsen et al. 2000). La inmunofluorescencia de doble marca y la microscopía confocal mostraron además que los dos receptores no están colocalizados. Se utilizó gefirina, una proteína de membrana periférica, como control positivo para los estudios de colocalización. La gefirina se colocaliza con GlyR en las sinapsis y es necesaria para la agrupación de GlyR en las neuronas del SNC de roedores (Kirsch et al. 1993 Colin et al. 1998 Feng et al. 1998B ). Hemos establecido que el ARNm y la proteína de gefirina se expresan en neuronas CG de pollo y que las secuencias codificantes de gefirina de aves y roedores están altamente conservadas. A nivel ultraestructural, similar a los receptores, la gefirina se localizó solo en un subconjunto de las microrregiones de la membrana postsináptica debajo del cáliz, donde se asoció con la densidad postsináptica. Por microscopía confocal, se observó que el inmunomarcaje de gefirina se colocalizaba con GlyR, pero no con nAChR, en las neuronas CG (Fig. 3). En las etapas embrionarias y adultas tardías, hubo una proporción aproximadamente igual de grupos de nAChR y grupos de GlyR (y su proteína asociada gefirina). Es importante destacar que la microheterogeneidad del receptor postsináptico no es exclusiva de las sinapsis de tipo cáliz. También está presente en las neuronas coroideas CG, que reciben terminales presinápticas de tipo boton más típicas (Tsen et al. 2000 ).

Microheterogeneidad del receptor postsináptico en neuronas CG de pollito en vivo

Arriba, micrografía electrónica que muestra que los α3-nAChR están presentes sólo en un subconjunto de las microrregiones de la membrana postsináptica debajo de la terminal del cáliz presináptico en la neurona ciliar (punta de flecha llena, punta de flecha abierta de sinapsis marcada, sinapsis N sin etiquetar, terminal nerviosa presináptica). Barra de escala, 1,75 μm. Medio, micrografías confocales que demuestran por inmunofluorescencia doble etiquetado que en la superficie de las neuronas CG individuales los GlyR se colocalizan con gefirina (panel izquierdo), mientras que los nAChR no (panel derecho). Barra de escala, 13 μm. Abajo, representación esquemática de la distribución ultraestructural de α3-nAChR (nAChR), α7-nAChR (Bgt-nAChR), GlyR y gefirina en relación entre sí y de las microrregiones de la membrana postsináptica debajo de la terminal del cáliz presináptico en la neurona ciliar. (Adaptado de las Figs. 1a, y 2a y b en Tsen et al. 2000 .)

Como confirmación independiente de los resultados de la colocalización, utilizando el ensayo genético de dos híbridos de levadura se demostró que los GlyR de pollo interactúan específicamente con la gefirina de pollo. Este resultado se esperaba debido a la presencia de un motivo de unión de gefirina conservado en el bucle citoplasmático largo de la subunidad β de GlyR (Meyer et al. 1995 Tsen et al. 2000). Por el contrario, las subunidades nAChR de pollo carecen del motivo de unión a gefirina y no interactúan con la gefirina en el ensayo genético. En conjunto, los resultados sugieren que diferentes interacciones de proteínas organizan grupos de α3-nAChR y GlyR en microrregiones distintas pero proximales de la membrana postsináptica bajo una terminal presináptica (Fig. 3). Se sabe poco sobre las proteínas que interactúan con los nAChR neuronales y pueden funcionar como moléculas organizadoras de sinapsis colinérgicas nicotínicas (Feng et al. 1998a ).


El gen homeobox Phox2b es esencial para el desarrollo de derivados de la cresta neural autónoma

Los ganglios simpático, parasimpático y entérico son los componentes principales del sistema nervioso autónomo periférico 1, y todos se derivan de la cresta neural 2. Los factores necesarios para que se desarrollen estas estructuras incluyen el factor de transcripción Mash1 (refs 3,4,5), el factor neurotrófico derivado de la glía GNDF (refs 6,7,8) y sus subunidades receptoras 9,10,11,12, y el sistema de señalización de neuregulina 13, cada uno de los cuales es esencial para la diferenciación y supervivencia de subconjuntos de neuronas autónomas. Aquí mostramos que todos los ganglios autónomos no se forman correctamente y se degeneran en ratones que carecen del factor de transcripción del homeodominio Phox2b, al igual que los tres ganglios sensoriales craneales que forman parte de los circuitos reflejos autónomos. En el anágeno del sistema nervioso entérico y los ganglios simpáticos, se necesita Phox2b para la expresión de la subunidad Ret del receptor de GDNF y para mantener la expresión de Mash1. El anágeno gangliónico mutante tampoco activa los genes que codifican dos enzimas necesarias para la biosíntesis del neurotransmisor noradrenalina, dopamina-β-hidroxilasa y tirosina hidroxilasa, lo que demuestra que Phox2b regula el fenotipo noradrenérgico en vertebrados.


MATERIALES Y MÉTODOS

Animales. Cangrejos C. borealis, se obtuvieron de proveedores comerciales (Boston, MA) y el Laboratorio de Biología Marina (Woods Hole, MA). Los animales se mantuvieron en agua de mar artificial aireada a 10-12 ° C, y se anestesiaron en frío mediante empaque en hielo durante 20-40 min antes de la disección. El estómago, incluido el STNS, se extrajo del animal y el resto de la disección se realizó en solución salina fisiológica enfriada (~ 4 ° C). Los datos se obtuvieron de 190 cangrejos machos.

Soluciones. C. borealis La solución salina fisiológica tenía la siguiente composición (en m m): NaCl, 440 MgCl2, 26 CaCl2, 13 KCl, 11 Trizma base, 10 y ácido maleico, 5, pH 7,4–7,6.

Inmunocitoquímica. La inmunocitoquímica de montaje completo se realizó usando técnicas estándar para este sistema (Beltz y Kravitz, 1983 Blitz et al., 1995). Brevemente, el tejido se fijó durante 2 a 24 horas con paraformaldehído al 4% o 3- (3 dimetilaminopropil) -carbodiimida de 1-etilo al 4% (EDAC Sigma, St Louis, MO) en fosfato de sodio 0,1 m, pH 7,3. A continuación, las preparaciones se aclararon cinco veces a intervalos de 1 hora en 0,1 m de fosfato de sodio (P) con 0,3% de Triton X-100 (P-Triton, pH 7,3). El tejido se incubó con anticuerpos primarios durante 24 a 96 h. Los anticuerpos primarios se utilizaron en una dilución final de 1: 300-1: 1500 (ver más abajo). En cada caso, el anticuerpo primario se diluyó con P-Triton. A continuación, el tejido se enjuagó como se indicó anteriormente y se incubó durante 15-24 horas con anticuerpos secundarios de cabra anti-rata, de cabra anti-ratón y / o de cabra anti-conejo conjugados con rodamina o fluoresceína (Calbiochem, San Diego, CA Boehringer Mannheim, Indianápolis , EN). El anticuerpo secundario se utilizó en una dilución final de 1: 25-1: 300 en P-Triton. Luego, las preparaciones se enjuagaron cinco veces a intervalos de 1 hora con P. Luego se montaron entre un portaobjetos de vidrio y un cubreobjetos con una solución de glicerol al 80% y Na al 20% 20 m m.2CO3, pH 9,0.

Se visualizaron montajes completos del STNS y se recogieron imágenes utilizando un microscopio confocal de barrido láser Bio-Rad (Hercules, CA) MRC 600 o Leica (Nussloch, Alemania) TCS_NT. El sistema Bio-Rad estaba equipado con un microscopio Zeiss (Thornwood, NY) Axioskop y un láser de gas mixto de criptón-argón más el Bio-Rad K1 (488 y 560 nm de excitación dual, reflector dicroico dual) y K2 (dicroico, DR 560 Filtro de emisión verde LP, filtro de emisión rojo DF35 de 522 nm, juegos de filtros EFLP) de 585 nm. Se utilizó el software Comos suministrado por Bio-Rad para recopilar todas las imágenes con este sistema. El sistema Leica TCS_NT estaba equipado con un microscopio Leica DMRBE más un láser de gas mixto de criptón y argón. Se utilizó un juego de filtros FITC-TRITC estándar suministrado por Leica (DD488 / 568, RSP 580, BF530 / 30, LP 590) y el software Leica TCS_NT para recopilar imágenes con este sistema.

El análisis de datos se realizó en secciones ópticas individuales o combinando las secciones en imágenes compuestas pseudo-coloreadas o imágenes de pares estéreo. Las secciones se combinaron utilizando un programa de "proyección máxima" proporcionado por el software Comos o el software Leica TCS_NT. Para determinar si una inmunorreactividad estaba contenida dentro de una estructura llena o si dos inmunorreactividades estaban colocalizadas en un solo perfil, se recolectaron imágenes de gran aumento de cada tinte o marca simultáneamente desde el mismo plano focal. Se recogieron secciones ópticas individuales, así como pilas de la serie Z para cada colorante o inmunorreactividad. Las imágenes recopiladas simultáneamente se fusionaron con el software Comos o TCS_NT. Al pseudocolorear las imágenes en rojo para la rodamina y en verde para el amarillo Lucifer o la fluoresceína, las regiones de superposición se revelaron en ambos programas como estructuras de color amarillo. Los tamaños de píxel de estas imágenes oscilaron entre ∼0,1 y 0,2 μm / píxel. Las micrografías confocales se imprimieron utilizando una impresora de vídeo en color Sony (Tokio, Japón) Mavigraph o una impresora de sublimación de tinta Tektronix (Wilsonville, OR) Phaser II.

Todos los anticuerpos primarios utilizados en este estudio se han utilizado previamente en los STNS de crustáceos y / u otros tejidos de crustáceos, y se ha caracterizado la especificidad de estos anticuerpos. La inmunorreactividad de proctolina se detectó con tres anticuerpos policlonales de proctolina, proporcionados por los Dres. C. Bishop y M. O ’Shea (Universidad de Sussex, Sussex, Reino Unido proctolinBO) (Bishop et al., 1981), Dr. N. Davis (Universidad de Arizona, Tucson, AZ proctolinaDAKOTA DEL NORTE) (Davis et al., 1989), y el Dr. H. Agricola (Friedrich-Schiller-Universitat, Jena, Alemania proctolinDECIR AH). Los dos primeros se usaron a 1: 300 y el último se usó a 1: 1500. La proctolinaDECIR AH el marcado de anticuerpos dentro del STNS es indistinguible del observado con la proctolinaDAKOTA DEL NORTE y proctolinaBO anticuerpos (A. E. Christie, D. M. Blitz y M. P. Nusbaum, observaciones no publicadas) (Marder et al., 1986). Marder y col. (1986) demostraron que la inmunorreactividad de la proctolina en el STNS está asociada con una sustancia que es cromatográficamente indistinguible de la proctolina nativa (secuencia de aminoácidos RYLPT). Se examinó la inmunorreactividad del péptido relacionado con la taquiquinina (TRP) usando un anticuerpo monoclonal de rata generado contra la sustancia P (Accurate Chemicals, Westbury, NY) (Goldberg et al., 1988) usado a 1: 300. Este anticuerpo reacciona de forma cruzada con el TRP nativo en el cangrejo STNS, llamado C. borealis péptido Ia relacionado con taquiquinina (CabTRP Ia APSGFLGMRamida) (Blitz et al., 1995 Christie et al., 1997a). Se examinó la inmunorreactividad de GABA usando un anticuerpo policlonal de conejo (Sigma) usado a 1: 200-1: 500 (Christie, 1995). Los controles de preadsorción para el inmunomarcaje de GABA en el STNS se describen a continuación. Se utilizaron dos anticuerpos policlonales de conejo generados contra FMRFamide, incluido uno de INCSTAR Corp. (Stillwater, MN) (Schmidt y Ache, 1994) y el anticuerpo FMRFamide 671 (Marder et al., 1987). Ambos se utilizaron a 1: 300. Weimann y col. (1993) demostraron que las principales moléculas nativas similares a FMRFamida en C. borealis son péptidos FLRFamide extendidos (SDRNFLRFamide y TNRNFLRFamide). Para detectar la inmunorreactividad similar a la histamina, se utilizó un anticuerpo policlonal de conejo generado contra la histamina (Accurate Chemicals) (Mulloney y Hall, 1991). Este anticuerpo requirió el uso de un fijador de EDAC (ver arriba) y se usó a 1: 500 (Christie, 1995). Se detectó inmunorreactividad similar a la hormona concentradora de pigmento rojo usando un antisuero policlonal de conejo (Dr. R. Elde, Universidad de Minnesota, Minneapolis, MN) (Madsen et al., 1985 Nusbaum y Marder, 1988) usado a 1: 200. Se examinó la inmunorreactividad de tipo alatostatina usando un anticuerpo policlonal de conejo a 1: 500 (Dr. H. Agricola) (Skiebe y Schneider, 1994).

Controles de preadsorción. Para confirmar que la inmunorreactividad similar a GABA observada en el sistema nervioso estomatogástrico del cangrejo era atribuible a la presencia de anticuerpos anti-GABA y no a un contaminante desconocido en el antisuero, llevamos a cabo una serie de controles de preadsorción. El antisuero policlonal anti-GABA utilizado en nuestro estudio se generó en conejo contra un conjugado de GABA-albúmina de suero bovino (BSA). Por lo tanto, usamos conjugado GABA-BSA o BSA no conjugado como agente bloqueante en nuestros controles de preadsorción. El conjugado GABA-BSA utilizado en nuestro estudio se generó mediante una reacción de reticulación de glutaraldehído (Laboratorio de Química de Proteínas, Centro de Investigación del Cáncer, Universidad de Pensilvania). En cada experimento de bloqueo, el antisuero anti-GABA (dilución final 1: 200) se incubó con conjugado GABA-BSA o BSA no conjugado durante 2 horas a temperatura ambiente (~ 20 ° C) antes de la incubación con el sistema nervioso estomatogástrico. La incubación del antisuero GABA con conjugado GABA-BSA (10 −7 m) abolió por completo el inmunomarcaje de GABA en todo el sistema nervioso estomatogástrico (norte = 4 de 4 datos de preparaciones no mostrados). Por el contrario, el inmunomarcaje con GABA en preparaciones en las que el antisuero se preincubó con BSA no conjugada (10-7 m norte = 4 de 4 preparaciones) no fue diferente del inmunomarcado después de preincubaciones a temperatura ambiente sin agente bloqueante presente.

Rellenos de tinte intracelular. Los microelectrodos utilizados para las inyecciones de tinte tenían resistencias de 50 a 70 MΩ. La punta del electrodo se llenó con sal de dilitio CH amarillo Lucifer al 5% (LY Sigma) en agua destilada o rodamina-dextrano aniónico fijado en lisina al 10%, peso molecular 3000 (Molecular Probes, Eugene, OR) en agua destilada. El electrodo se volvió a llenar con 1 m de cloruro de litio con una burbuja de aire entre las soluciones de tinte y cloruro de litio. Se inyectó tinte en los somas neuronales a través de pulsos de corriente hiperpolarizantes (corriente, tasa de -5 nA, ciclo de trabajo de 1 Hz, 0,5) a través del electrodo durante 15 a 60 min. Los rellenos intracelulares del eje STG de la neurona comisural moduladora 1 (MCN1) se realizaron mediante inyección de corriente hiperpolarizante de CC (-2 a -5 nA) durante 15 a 60 min en el axón del nervio estomatogástrico (SNAX) de MCN1 (MCN1)SNAX Coleman y Nusbaum, 1994).

Electrofisiología. Se realizaron experimentos electrofisiológicos utilizando técnicas estándar para este sistema (Bartos y Nusbaum, 1997). El STNS aislado (Fig. 1) se fijó en una placa de Petri revestida con SYLGARD 184 (KR Anderson, Santa Clara, CA). Todas las preparaciones fueron superfundidas continuamente con C. borealissolución salina fisiológica (10–13 ° C). Los registros extracelulares se realizaron presionando electrodos de clavija de acero inoxidable en el SYLGARD junto con los nervios y aislando cada área con vaselina. Los ganglios sin vaina se vieron con luz transmitida a través de un condensador de campo oscuro (Nikon, Tokio, Japón) para facilitar las grabaciones intracelulares. Los registros intracelulares de los somas de STG, OG y CoG se realizaron utilizando microelectrodos (15-30 MΩ) llenos de 4 m de acetato de potasio más 20 m m de cloruro de potasio. La inyección de corriente intracelular se realizó utilizando amplificadores Axoclamp 2 (Axon Instruments, Foster City, CA) en modo de pinza de corriente discontinua (DCC) de electrodo único. Las frecuencias de muestreo durante DCC fueron de 2 a 3 kHz. En algunas preparaciones, MCN1 se estimuló extracelularmente a través del nervio esofágico inferior (ion 10-30 Hz) (Bartos y Nusbaum, 1997). El ión se estimuló usando un estimulador Grass S88 y una unidad de aislamiento de estímulo Grass SIU5 (Astro-Med / Grass Instruments, Warwick, RI). Los datos se recopilaron en un registrador de gráficos MT-95000 (Astro-Med / Grass Instruments) y una cinta de video (Vetter Instruments, Rebersburg, PA).

Las neuronas STG se identificaron sobre la base de sus proyecciones axonales, sus patrones de actividad y sus interacciones con otras neuronas STG (Weimann et al., 1991 Norris et al., 1996 Bartos y Nusbaum, 1997). Las neuronas de proyección se identificaron por su ubicación soma, proyección axonal e influencia en la red STG (Nusbaum y Marder, 1989a Coleman y Nusbaum, 1994 Norris et al., 1994 Blitz y Nusbaum, 1997).

Datos. Al medir la frecuencia del ciclo pilórico para las estimulaciones de la neurona proctolina moduladora (MPN) y MCN7, se comparó la media de 10 ciclos pilóricos consecutivos antes y durante la estimulación. Un ciclo pilórico se define arbitrariamente como que se extiende desde el inicio de una explosión de neuronas de dilatador pilórico (PD) hasta el comienzo de la siguiente explosión de PD. Durante las estimulaciones de MCN1, la frecuencia del ciclo pilórico se midió por separado durante cada una de las dos fases del ritmo del molino gástrico, incluidas las fases de retracción [neurona gástrica dorsal (DG)] y de prolongación [neurona gástrica lateral (LG)]. La frecuencia del ciclo pilórico durante las fases DG y LG se determinó a partir de la frecuencia media del ciclo pilórico durante cuatro ráfagas DG y LG consecutivas y se comparó con la frecuencia media del ciclo pilórico de 10 ciclos pilóricos consecutivos antes de la estimulación (Bartos y Nusbaum, 1997).

El análisis de fase se realizó sobre los datos recopilados de cuatro preparaciones para cada condición. La fase se define como la latencia hasta la ocurrencia de un evento en relación con el inicio de un ciclo, dividida por el período del ciclo. Por tanto, se midió el inicio y el fin de la actividad en cada neurona después del inicio de un estallido de neuronas de la EP como una fracción de la duración total del ciclo. Para la estimulación con solución salina y MPN, se tomó el promedio de 10 ciclos consecutivos de cada preparación. Para la estimulación de MCN1, los ciclos pilóricos se clasificaron en función de si ocurrieron durante un estallido de neuronas DG o LG. Se midió el promedio de 10 ciclos durante ráfagas de DG consecutivas y 10 ciclos durante ráfagas de LG consecutivas de cada preparación. Para la estimulación de MCN7, los ciclos pilóricos se clasificaron como ciclos de corta o larga duración. Se midió la duración media de 10 ciclos pilóricos consecutivos antes de cada estimulación con MCN7. Los ciclos de corta duración se definieron entonces como aquellos más cortos que una DE por encima de la duración media del ciclo pilórico de control. Los ciclos de larga duración se definieron como aquellos que duraron más de 1 DE por encima de la duración media del control. Se midieron los promedios de 10 ciclos de corta duración y 10 ciclos de larga duración de cada preparación.

La significancia estadística se determinó utilizando pares de Student tprueba, realizada con SigmaPlot para Windows (versión 4.0) y ANOVA de medidas repetidas unidireccionales o ANOVA unidireccional y Tukeyt prueba realizada con SigmaStat para Windows (versión 2.0). Los datos se expresan como media ± DE. Las cifras se realizaron escaneando datos con un escáner ScanJet IIC de Hewlett-Packard (Palo Alto, CA), utilizando el software DeskScan II (versión 2.00a). Las cifras finales se produjeron utilizando CorelDraw (versión 3.0 para Windows) o Adobe Photoshop (versión 3.0.1 para Silicon Graphics).


Dependencia de la velocidad de la actividad de la neurona motora de la pierna en la preparación de una sola pierna

Los insectos palo, como muchos otros insectos, alteran su velocidad al caminar principalmente por un cambio de duración de la fase de postura (Gabriel y Büschges 2007 Wendler 1964 Wosnitza et al. 2013a). En la preparación de una sola pierna, la velocidad de paso se correlaciona significativamente solo con la actividad de la neurona motora FlxTi durante el paso hacia adelante. Otras neuronas motoras de postura, DepTr y RetCx, no mostraron una correlación sistemática con la velocidad de paso. Las alteraciones en la actividad de FlxTi subyacentes a la generación de la velocidad de la postura solo se detectaron con la actividad de la fase de postura ya en curso (Gabriel y Büschges 2007). Aquí, no se dispone de información sensorial de la articulación ThC, y la articulación FTi, pero no la articulación CTr, muestra grandes cambios angulares durante el paso de una sola pierna (von Uckermann y Büschges 2009). Esto sugiere que la retroalimentación sensorial local del órgano cordotonal femoral (fCO) es relevante para mediar modificaciones en la velocidad de paso de una sola pierna (cf. Bässler 1993). También se sabe que la fCO ejerce una poderosa influencia entre las articulaciones en las neuronas motoras CTr (Bucher et al. 2003 Hess y Büschges 1997 Hess y Büschges 1999). Sin embargo, en contraste con las neuronas motoras de la articulación FTi, la actividad de la neurona motora de la articulación CTr no se modificó. Señales de carga de trCS, necesarias para el acoplamiento de la actividad de la motoneurona de la articulación ThC con las de las articulaciones de las piernas más distales (Akay et al.2004), y señales de la sensilla campaniforme femoral (fCS), que influyen en la actividad de las agrupaciones de motoneuronas de las articulaciones CTr y FTi (por ejemplo, Akay et al. 2001 Akay y Büschges 2006), están presentes en nuestra preparación pero aparentemente no están involucradas en el control de la velocidad de paso ya que solo se cambia la actividad FlxTi. Con base en estas indicaciones, sería interesante investigar la influencia de la retroalimentación propioceptiva de la articulación ThC, por ejemplo, de la placa de pelo coxal ventral (Büschges y Schmitz 1991) en la preparación de una sola pierna por estimulación eléctrica o mecánica y el efecto sobre RetCx Actividad de la neurona motora con cambios en la velocidad de paso.

En resumen, hemos demostrado que las modificaciones en la dirección de la marcha y la velocidad de marcha en el sistema de control de los músculos de la pierna del insecto palo están mediadas de una manera específica de la articulación. Las neuronas motoras ProCx y RetCx están sujetas a un cambio en las entradas sinápticas fásicas durante la marcha hacia atrás. Las neuronas motoras FlxTi contribuyeron exclusivamente a un cambio en la velocidad de paso en la preparación de una sola pierna.


Ver el vídeo: The Nervous System, Part 1: Crash Course Au0026P #8 (Septiembre 2022).