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¿Qué procesos metabólicos llevan a cabo las semillas latentes y no germinadas?

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¿Qué procesos metabólicos lleva a cabo un embrión latente en una semilla?

Las semillas no germinarán, ya sea por falta de condiciones favorables, hibernación de semillas o por un mecanismo físico o fisiológico genéticamente predeterminado que impide la germinación antes de un período o evento específico. Además de no germinar debido a esos factores, las semillas también pueden experimentar latencia.

Con estos mecanismos de prevención de la germinación en su lugar, la semilla no germinará en ausencia de desencadenantes específicos. Pero el período de viabilidad de la semilla es limitado en el que germina si el disparador está disponible.

Si los hay, ¿qué procesos metabólicos llevan a cabo las semillas en su estado de latencia / hibernación, al cesar el cual, la semilla se vuelve inviable?

¿El embrión en una semilla inactiva desecada respira, excreta, ingiere, etc., aunque con una velocidad reducida? Si es así, ¿el agotamiento del sustrato respiratorio resulta en la terminación de la viabilidad de la semilla?


Laboratorio 5 Muestra de Ap 3

Introducción
La respiración celular es una serie de reacciones mediadas por enzimas que liberan la energía de los carbohidratos. Comienza en el citosol con la glucólisis y se completa dentro de las mitocondrias. La respiración celular se puede resumir con la siguiente ecuación:

C6H12O6 + 6O2 → 6CO2 + 6H2O + 686 kilocalorías de energía / mol de glucosa oxidada

La respiración celular podría medirse de varias formas diferentes, pero en este experimento se utiliza el consumo de oxígeno. Para hacer esto, utiliza una serie de leyes físicas de los gases, incluida la ecuación PV = nRT, donde P representa la presión, V el volumen, n el número de moléculas, R la constante del gas y T la temperatura. Esta ley muestra las muchas relaciones entre estos factores y cómo se afectan entre sí.

Este experimento compara las tasas de respiración en guisantes germinantes y no germinantes. La germinación es el proceso de crecimiento de una semilla. Se requiere mucha energía para romper la cubierta de la semilla y, a medida que continúa creciendo, esta necesidad de energía aumenta. Se requiere respiración para acceder a esta energía, de modo que a medida que la semilla germina, aumenta su tasa de respiración. Las semillas que no germinan, sin embargo, están inactivas y usan muy poca respiración. Debe ocurrir algo de respiración para que la semilla viva.

Hipótesis
La tasa de respiración celular será mayor en los guisantes en germinación que en los guisantes secos, y la temperatura tendrá un efecto directo sobre esta tasa.

Materiales
Este laboratorio requirió un baño a temperatura ambiente y un baño a 10 ° C, hielo, una probeta graduada de 100 mL, 50 guisantes en germinación, toallas de papel, 150 mL de agua, guisantes secos, perlas, seis viales con tapones y pipetas adjuntos, algodón absorbente , Pipeta de 5 ml, KOH al 15%, algodón no absorbente, cinta adhesiva y temporizador.

Métodos
Se prepararon un baño a temperatura ambiente y un baño a 10ºC. Se llenó una probeta graduada de 100 ml con 50 ml de agua. Luego, se agregaron 25 guisantes en germinación y se determinó y registró la cantidad de agua desplazada. A continuación, se retiraron los guisantes y se colocaron sobre una toalla de papel hasta que se necesitaron para el respirómetro 1. El cilindro graduado se volvió a llenar con 50 ml de agua. Se agregaron 25 guisantes secos y se agregaron perlas hasta que el volumen fue igual al de los guisantes en germinación. Los guisantes y las perlas se retiraron y se colocaron sobre una toalla de papel para usar en el Respirómetro 2. Después de rellenar el cilindro graduado con 50 ml de agua, se agregaron perlas hasta que el volumen volvió a igualar al de los guisantes en germinación. Se retiraron y se colocaron en una toalla de papel para usar en el Respirómetro 3.
Los procedimientos anteriores se repitieron para preparar un segundo conjunto de guisantes en germinación, guisantes secos y perlas, y perlas para usar en los respirómetros 4, 5 y 6. A continuación, se prepararon los respirómetros colocando primero una pequeña bola de algodón absorbente en el fondo de cada respirómetro y saturándolo con KOH al 15%, teniendo cuidado de no manchar los lados del vial. A continuación, se colocó un trozo de algodón no absorbente encima del algodón empapado en KOH. El primer grupo de guisantes, guisantes y perlas en germinación y perlas se agregaron a los respirómetros 1, 2 y 3. Luego, el segundo grupo se agregó a los respirómetros 4, 5 y 6.
Se creó un cabestrillo de cinta adhesiva para cada uno de los baños de agua para mantener los respirómetros fuera del agua durante el equilibrio. Los respirómetros 1, 2 y 3 se colocaron en el baño a temperatura ambiente y los respirómetros 4, 5 y 6 se colocaron en el baño de agua a 10 ° C. Se dejó que los respirómetros se equilibraran durante 10 minutos y luego se sumergieron completamente en el baño de agua. Fueron revisados ​​en busca de fugas y se tomó una lectura inicial. Luego se tomaron lecturas adicionales cada 5 minutos durante 20 minutos.


Autopolinización y polinización cruzada

En las angiospermas, polinización se define como la colocación o transferencia de polen de la antera al estigma de la misma flor u otra flor. En las gimnospermas, la polinización implica la transferencia de polen del cono masculino al cono femenino. Tras la transferencia, el polen germina para formar el tubo polínico y el esperma para fertilizar el óvulo. La polinización ha sido bien estudiada desde la época de Gregor Mendel. Mendel llevó a cabo con éxito la autopolinización y la polinización cruzada en guisantes de jardín mientras estudiaba cómo se transmitían las características de una generación a la siguiente. Los cultivos actuales son el resultado del fitomejoramiento, que emplea la selección artificial para producir los cultivares actuales. Un ejemplo de ello es el maíz de hoy en día, que es el resultado de años de cultivo que comenzó con su antepasado, el teosinte. El teosinte que los antiguos mayas originalmente comenzaron a cultivar tenía semillas diminutas, muy diferentes de las mazorcas de maíz relativamente gigantes de la actualidad. Curiosamente, aunque estas dos plantas parecen ser completamente diferentes, la diferencia genética entre ellas es minúscula.

La polinización adopta dos formas: autopolinización y polinización cruzada. Autopolinización ocurre cuando el polen de la antera se deposita sobre el estigma de la misma flor, o sobre otra flor de la misma planta. Polinización cruzada es la transferencia de polen de la antera de una flor al estigma de otra flor en un individuo diferente de la misma especie. La autopolinización ocurre en las flores donde el estambre y el carpelo maduran al mismo tiempo, y se colocan de manera que el polen pueda caer sobre el estigma de la flor. Este método de polinización no requiere una inversión de la planta para proporcionar néctar y polen como alimento para los polinizadores.

Las especies vivas están diseñadas para asegurar la supervivencia de su progenie, aquellas que fallan se extinguen. Por lo tanto, se requiere diversidad genética para que, en condiciones ambientales cambiantes o de estrés, parte de la progenie pueda sobrevivir. La autopolinización conduce a la producción de plantas con menor diversidad genética, ya que el material genético de la misma planta se utiliza para formar gametos y, finalmente, el cigoto. Por el contrario, la polinización cruzada —o cruzamiento externo— conduce a una mayor diversidad genética porque el microgametofito y el megagametofito se derivan de diferentes plantas.

Debido a que la polinización cruzada permite una mayor diversidad genética, las plantas han desarrollado muchas formas de evitar la autopolinización. En algunas especies, el polen y el ovario maduran en diferentes momentos. Estas flores hacen que la autopolinización sea casi imposible. Para cuando el polen madura y se ha eliminado, el estigma de esta flor está maduro y solo puede ser polinizado por el polen de otra flor. Algunas flores han desarrollado características físicas que evitan la autopolinización. La prímula es una de esas flores. Las prímulas han desarrollado dos tipos de flores con diferencias en la longitud de las anteras y el estigma: la flor de ojos de alfiler tiene anteras colocadas en el punto medio del tubo polínico, y el estigma de la flor de ojos de zumbido también se encuentra en el punto medio. Los insectos se polinizan fácilmente de forma cruzada mientras buscan el néctar en la parte inferior del tubo polínico. Este fenómeno también se conoce como heterostilia. Muchas plantas, como el pepino, tienen flores masculinas y femeninas ubicadas en diferentes partes de la planta, lo que dificulta la autopolinización. En otras especies, las flores masculinas y femeninas nacen en diferentes plantas (dioicas). Todos estos son obstáculos para la autopolinización, por lo tanto, las plantas dependen de los polinizadores para transferir el polen. La mayoría de los polinizadores son agentes bióticos como insectos (como abejas, moscas y mariposas), murciélagos, pájaros y otros animales. Otras especies de plantas son polinizadas por agentes abióticos, como el viento y el agua.


Definición y descripción general de la latencia y la germinación de las semillas

Dormancia de semillas

En condiciones naturales, un momento adecuado de germinación de las semillas es determinante para asegurar las condiciones óptimas de crecimiento de las plántulas jóvenes y garantizar la supervivencia de la especie (Bewley, 1997). La latencia de la semilla es uno de los mecanismos que contribuyen a este ajuste espacio-temporal y se define como un bloqueo para completar la germinación de una semilla viable intacta colocada en condiciones favorables (temporales) en una temporada que de otro modo sería desfavorable (Bewley, 1997 Finch-Savage y Leubner-Metzger, 2006 Graeber et al., 2012). Puede deberse a ciertas propiedades de la cubierta de la semilla, la movilización de componentes de reserva, los niveles hormonales o la acción conjunta de varios de estos factores (Koornneef et al., 2002). Por lo tanto, la latencia está determinada por factores genéticos, pero también puede ser modulada sustancialmente por parámetros ambientales (Graeber et al., 2012). De hecho, el alivio de este bloqueo puede estar condicionado por varios factores ambientales (temperatura, humedad, luz, concentración de nutrientes & # x022EF) o físicos (ruptura de testa & # x022EF) distintos. Las condiciones exactas requeridas para la liberación de la latencia y la posterior germinación dependen de la especie y, por lo tanto, contribuyen a la adecuación de la planta a su entorno al retrasar la germinación hasta que la semilla reúne las condiciones adecuadas para su desarrollo. Además, la profundidad de la latencia primaria en semillas maduras puede depender de las condiciones bajo las cuales la planta madre estuvo expuesta, como la temperatura o la disponibilidad de elementos minerales (como nitrato) en el suelo (Alboresi et al., 2005 Kendall et al. , 2011). Así, las semillas han desarrollado un control complejo de la profundidad de la latencia integrando diversos parámetros espacio-temporales que permiten una definición dinámica de los requisitos mínimos para la germinación. Además, cuando una semilla no latente encuentra condiciones inapropiadas para la germinación, puede entrar en una llamada latencia secundaria. En general, estos mecanismos contribuyen a la detección de las condiciones ambientales y pueden provocar ciclos de latencia en condiciones naturales (Footitt et al., 2011).

El ácido abscísico (ABA) se considera la hormona fundamental responsable de la inducción y el mantenimiento de la latencia de las semillas (Nambara et al., 2010). El ABA se acumula durante la maduración de la semilla alcanzando altos niveles en semillas secas. Se encontró que las semillas secas inactivas contienen mayores cantidades de ABA que las semillas secas no inactivas después de madurar (Ali-Rachedi et al., 2004). Tras la imbibición, se observó una disminución significativa en el contenido de ABA tanto en semillas latentes como no latentes (Ali-Rachedi et al., 2004). Sin embargo, después de 3 días de imbibición, se detectó una acumulación significativa de ABA solo en semillas inactivas. La exposición de semillas latentes a tratamientos comunes que liberan la latencia, como la estratificación en frío o el suministro de nitrato exógeno, condujo a niveles de ABA similares a los de las semillas no latentes y evitó el aumento de ABA observado cuando se mantiene la latencia (Ali-Rachedi et al., 2004) . Las especies reactivas de oxígeno (ROS) y el NO contrarrestan el efecto positivo de ABA en el mantenimiento de la latencia de las semillas. La aplicación exógena de fluridona (un inhibidor de la síntesis de ABA) también liberó eficientemente la latencia de las semillas al reducir los niveles de ABA, destacando el requisito de síntesis de novo de ABA para el mantenimiento de este bloqueo y la existencia de un equilibrio dinámico entre la síntesis de ABA y el catabolismo durante la imbibición de la semilla ( Ali-Rachedi y col., 2004). Además, experimentos recientes demostraron que dos tratamientos independientes de liberación de la latencia condujeron a ajustes de proteoma similares que respaldan la aparición de mecanismos moleculares compartidos que sustentan la liberación de la latencia de las semillas (Arc et al., 2012). Además, datos recientes enfatizan la importancia del control redox del proteoma de la semilla en la liberación de latencia (Marx et al., 2003 Bykova et al., 2011a, b). Por tanto, ROS y NO aparecen como buenos candidatos, actuando de forma sinérgica para liberar la latencia, actuando supuestamente corriente arriba de ABA.

Germinación de la semilla

La germinación de la semilla se define temporalmente como la secuencia de eventos moleculares y fisiológicos iniciados con la imbibición de la semilla no latente y que conduce a la protuberancia de la radícula a través de las envolturas externas de la semilla (testa y endospermo) que marca el final de la germinación. en sentido estricto (Bewley, 1997). La germinación de la semilla constituye una transición fisiológica fundamental y está asociada con una fuerte modificación del transcriptoma (& # x0007E un tercio del genoma) y el metabolismo durante un corto período de tiempo (alrededor de 36 & # x0201348 h para los no latentes). Arabidopsis semillas) en relación con el ciclo de vida de la planta. Durante este proceso, la semilla seca inicialmente inactiva pasa sucesivamente por tres pasos principales de absorción de agua (Bewley, 1997 Weitbrecht et al., 2011). El primer paso consiste en una rápida imbibición de las semillas inicialmente inactivas que conducen a la reanudación progresiva de la actividad metabólica, la expresión génica (transcripción), la síntesis y procesamiento de proteínas y la reparación del ADN (Weitbrecht et al., 2011). La recapitulación de la actividad metabólica depende principalmente de las proteínas y metabolitos almacenados. La importancia de los compuestos acumulados en las semillas durante la maduración se destacó aún más por el hallazgo de que los ARNm y las proteínas almacenados son suficientes para la germinación. en sentido estricto (Rajjou et al., 2004 Sano et al., 2012). De novo La síntesis de proteínas a partir de los ARNm almacenados se produce durante el primer paso de la germinación. Durante este período, las proteínas traducidas son similares a las acumuladas durante la maduración tardía y ya abundan en las semillas, lo que refleja una recapitulación temprana del programa de expresión génica correspondiente durante la germinación temprana (Rajjou et al., 2006, 2012). Durante el segundo paso de la absorción de agua, el contenido de agua solo aumenta ligeramente mientras se producen cambios metabólicos importantes dentro de las semillas. Se observa un cambio significativo durante este paso de la maduración al programa de desarrollo de germinación que incluye la preparación para el establecimiento de las plántulas (Lopez-Molina et al., 2002 Nonogaki et al., 2007). Este curso temporal de dos pasos es consistente con un modelo que propone que la recapitulación del programa de maduración tardía ocurre durante la germinación temprana hasta un punto de control del desarrollo dependiente de ABA, después del cual la semilla puede activar su programa de germinación o mantener un estado latente, dependiendo notablemente de la detección. de las condiciones ambientales durante la imbibición temprana (Lopez-Molina et al., 2002 Rajjou et al., 2012). Durante este período, las semillas mantienen su tolerancia a la desecación. Al final de este segundo paso, si se toma la & # x0201Cdecisión & # x0201D de seguir hacia la germinación, el potencial de crecimiento del embrión superará progresivamente las limitaciones mecánicas impuestas por las capas circundantes que conducen a la rotura sucesiva de la testa y el endospermo ( Nonogaki, 2006 Bentsink y Koornneef, 2008). La protuberancia de la radícula a través de la cubierta de la semilla se logra así como resultado de un importante alargamiento celular sin división celular (Sliwinska et al., 2009) y ocurre concomitantemente con una importante reanudación de la absorción de agua. El equilibrio ABA / giberelinas (GA) coordina este último paso con una disminución de ABA que conduce a la liberación progresiva de su efecto inhibidor sobre la ruptura del endospermo, mientras que un aumento importante en los niveles de GA bioactivos mejora el potencial de crecimiento del embrión e induce enzimas hidrolíticas que debilitan los tejidos de barrera (Bewley y Black, 1994 Muller et al., 2006 Finkelstein et al., 2008).

Vigor de germinación

Si la semilla encuentra las condiciones adecuadas para la germinación durante su vida, puede, si aún es viable, permitir el establecimiento de la plántula joven. Pero como consecuencia del envejecimiento, el vigor de la germinación de las semillas puede verse gravemente afectado. En otras palabras, la capacidad de un lote de semillas para germinar rápida, uniformemente y en una amplia gama de condiciones ambientales puede verse afectada o destruida. Como el proceso de germinación de la semilla se basa principalmente en el ARNm y las proteínas almacenados (Rajjou et al., 2004), los daños a nivel del ADN pueden resultar en un desarrollo abortado de la plántula. Por lo tanto, los mecanismos de reparación celular, especialmente a nivel del ADN, pero también para ciertas modificaciones postraduccionales de proteínas (PTM), juegan un papel esencial en el vigor de la semilla (Rajjou et al., 2012). Debido a la alta vulnerabilidad de la semilla a lesiones, estrés abiótico y biótico durante la imbibición, la germinación se considera la fase más crítica del ciclo de vida de la planta. El nivel de especies reactivas de oxígeno y nitrógeno (respectivamente ROS y RNS), influenciado por las condiciones ambientales y de almacenamiento, determinará un equilibrio entre los eventos de señalización requeridos y los daños oxidativos perjudiciales (Bailly et al., 2008 Rajjou et al., 2008, 2012 Arc et al., 2011).


Resultados

Consideraciones teóricas: definición de conjuntos de genes regulados por AR

Estudios previos han definido la RA como un aumento o aumento de la sensibilidad de la percepción de las semillas a las condiciones ambientales que promueven la germinación, al mismo tiempo que un estrechamiento o disminución de la sensibilidad de la percepción de las condiciones que reprimen la germinación (Finch-Savage y Leubner-Metzger, 2006). Esta definición vincula la función de la AR seca (que ocurre en la semilla seca) con el resultado fisiológico de la AR (que ocurre en la semilla embebida). Esto hace que sea imposible detectar cambios en las semillas de tipo salvaje embebidas (WT) resultantes de funciones específicas de AR (en lugar de aquellos cambios que son puramente una consecuencia de estar en un estado fisiológico, como "latente" o "germinando"). Buscamos herramientas experimentales para analizar la RA per se. Dentro de este estudio, definimos "potencial de germinación" como la capacidad de las semillas para completar la germinación una vez absorbidas. Razonamos que, en mutantes inducidos artificialmente con mayor potencial de germinación (que carecen de latencia), estos procesos pueden desacoplarse, es decir, pueden ocurrir cambios en la semilla seca que conducirían a la promoción de la germinación (AR) en semillas WT, incluso aunque las semillas mutantes no tienen latencia. La ventaja de esto como herramienta experimental sería que las semillas mutantes almacenadas en seco, aunque exhiben el mismo potencial de germinación que las semillas mutantes recién cosechadas, habrían pasado por el proceso de RA seca. De esta manera, los conjuntos de genes específicos de AR podrían identificarse como compartidos entre semillas mutantes y embebidas en WT antes o después del almacenamiento en seco. Debido a que se ha demostrado que ABA tiene un efecto profundo sobre el potencial de germinación, decidimos abordar esta posibilidad utilizando dos mutantes con síntesis deficiente (aba1-1) o percepción (abi1-1) de ABA, que han demostrado tener efectos constitutivos y no estar restringidos a una etapa específica de desarrollo.

Análisis de latencia, AR y potencial de germinación de semillas de Arabidopsis

Semillas de accesiones de WT Arabidopsis y mutantes aba1-1 y abi1-1, se compararon en cuanto a capacidad de AR y potencial de germinación (Figura 1). La latencia se elimina después de tiempos apropiados de almacenamiento de semillas secas WT, después de lo cual los lotes de semillas embebidos completan la germinación (Alonso-Blanco et al., 2003 Bentsink et al., 2006) (Figura 1a, accesiones Ler y Cvi). Ambos aba1-1 y abi1-1 las semillas recién cosechadas (F) pudieron completar la germinación (Figura 1b). El análisis de semillas embebidas durante 7 días mostró que la velocidad de germinación no fue apreciablemente diferente entre las semillas mutantes F y almacenadas (S), o entre las semillas AR WT y las semillas mutantes F o S (Figura 1b). En todos los casos, no se evidenció germinación a las 24 h de imbibición. Por lo tanto, a nivel fisiológico, el potencial de germinación de las semillas F mutantes es indistinguible de las semillas AR WT. Sin embargo, como se discutió anteriormente, es posible que la AR aún pudiera ocurrir si fuera un proceso de desarrollo discreto, desacoplado del potencial de germinación. Mutante aba1 y abi1 por lo tanto, las semillas proporcionan material para abordar esta cuestión.

Potencial de germinación y expresión del genoma de tipo salvaje (WT) y aba1-1 y abi1-1 semillas mutantes utilizadas en este estudio. (a) Potencial de germinación de WT (Ler y Cvi) semillas a las 24 hy 7 días de imbibición en agua agarosa en luz constante [Ler las semillas posmaducidas (AR) embebidas en presencia de 10 µm de ABA se denominan AR + ABA]. (b) Velocidad de germinación de WT y semillas mutantes recién cosechadas y almacenadas. El punto de tiempo utilizado para el análisis del transcriptoma se indica con una flecha. Semillas recién cosechadas, línea discontinua semillas almacenadas, línea continua. (c) Análisis de componentes principales de conjuntos de datos de transcriptomas derivados del ARN extraído a las 24 h de imbibición. Los círculos cerrados indican muestras derivadas de lotes de semillas almacenados. Los círculos abiertos indican muestras derivadas de lotes de semillas recién cosechadas (no almacenadas). AR, D posmadurez, F inactivo, S recién cosechado, semillas almacenadas. Los dos primeros componentes explicaron el 57% de la varianza (35% para el primero y 22%, respectivamente).

Identificación de conjuntos de genes asociados e independientes de AR en semillas embebidas

Usamos perfiles de transcripción para definir conjuntos de genes relacionados con AR y para determinar si los eventos transcripcionales en semillas embebidas asociadas con AR todavía ocurren en mutantes con potencial de germinación alterado. Las muestras de ARN para el análisis del transcriptoma se obtuvieron de poblaciones de semillas mutantes o WT altamente sincrónicas con historias ambientales controladas, y la expresión del genoma completo se analizó utilizando el ATH1 Affymetrix Genechip. Los transcriptomas de las semillas se analizaron a las 24 h de imbibición, porque capturan la expresión génica en la fase II de la germinación (antes de la elongación de la radícula, Figura 1), que resulta del estado de AR de la semilla seca. Se identificaron conjuntos de genes que mostraban una expresión mejorada en entornos específicos de desarrollo y mutantes (Tabla S1). Mientras que para la mayoría de las comparaciones entre 500 y 1700 genes estaban regulados diferencialmente, tanto para aba1 y abi1 Semillas F muy pocos genes estaban regulados diferencialmente en comparación con Ler semillas latentes (D), lo que sugiere que estas semillas son similares a nivel de transcriptoma. Por el contrario, las comparaciones de aba1 y abi1 Las muestras F y S mostraron que eran muy diferentes, lo que sugiere que se producen cambios en estas semillas mutantes no latentes en las mismas condiciones que promueven la RA en las semillas D y, por lo tanto, la RA puede ocurrir en estas semillas mutantes no latentes. Esta observación se confirmó a través del análisis de componentes principales (PCA) de los conjuntos de datos (Figura 1c), que mostró que los transcriptomas mutantes "S" y WT AR se agrupan estrechamente, al igual que los transcriptomas mutantes "F" y WT D. Usando este enfoque, también pudimos demostrar que el transcriptoma de F absorbido no latente rdo2 mutante (Léon-Kloosterziel et al., 1996) también agrupados con Ler D. No inactivo abi3-4 y fus3-8 las semillas son fisiológicamente diferentes aba1-1 y abi1-1 en el sentido de que demuestran las características de las plántulas posteriores a la germinación al final de la maduración del embrión (incluida la vascularización y la activación del meristemo apical) (Holdsworth et al., 1999). En consecuencia, PCA de transcriptomas de F abi3-4 y fus3-8 semillas agrupadas y lejos de otras muestras F, D o S AR.

Para distinguir las cohortes de genes que codifican proteínas relacionadas con procesos biológicos asociados con la latencia y la germinación, analizamos listas de genes expresados ​​diferencialmente utilizando un enfoque novedoso que vuelve a anotar listas de genes de acuerdo con funciones definidas. Este enfoque, que utiliza el flujo de trabajo TAGGIT, reemplaza la anotación de ontología genética (GO) de uso común, porque proporciona información más útil relacionada con la biología de semillas (Carrera et al., 2007). Esto proporciona una "firma de desarrollo", que marca esa parte del transcriptoma con funciones conocidas en relación con la latencia y la germinación (Figura 2). Este análisis mostró claras diferencias entre D o AR genes regulados positivamente tanto en Ler y accesiones Cvi WT, y demostró que las firmas características "D" y "AR" eran fácilmente distinguibles (Figura 2a, derivada de la Tabla S1). Usando este enfoque, fue posible demostrar que las firmas de genes regulados positivamente en F en comparación con las semillas S (F & gt S) de ambos aba1 y abi1 se parecían más a los del grupo de genes WT D & gt AR regulado diferencialmente al alza, y que las firmas de aba1 y abi1 S & gt F se parecía a los de WT AR & gt D (Figura 2b).

Definición de "firmas de desarrollo" asociadas con conjuntos de genes regulados diferencialmente en semillas embebidas durante 24 h. Para cada comparación se muestra la representación proporcional de genes identificados por el flujo de trabajo de TAGGIT. Los conjuntos de datos se derivan de la Tabla S1 en cada caso "& gt" indica el conjunto de genes regulado positivamente en la comparación. Por ejemplo, F & gt S significa que los genes presentados están regulados positivamente en el estado fresco (F) en comparación con el estado almacenado (S), es decir, el conjunto de genes regulado positivamente F. El potencial de germinación de las semillas (%) para el comparador regulado al alza se muestra debajo de cada diagrama de firma (GP). (a) Comparaciones de Ler y semillas Cvi de tipo salvaje (WT) en diferentes estados de desarrollo (posmadurez, AR inactiva, D). (b) Comparaciones de aba1-1 y abi1-1 semillas mutantes recién cosechadas (F) o almacenadas (S) durante un período de tiempo que permitió una AR completa de WT Ler semillas. (c) Comparaciones de Ler Semillas de AR embebidas con o sin 10 μ m de ABA. (d) Comparaciones de Cvi WT inactivo primario de 24 h (PD24) AR embebido en la oscuridad (DL) y AR embebido en la oscuridad durante 20 hy luego se les dio un pulso de luz roja de 4 h (LIG), semillas. Datos del panel (d) derivados de un nuevo análisis de los conjuntos de datos del transcriptoma de Cadman et al. (2006). (e) Clave que muestra los colores relacionados con los grupos funcionales.

Se obtuvieron cohortes de genes que estaban asociados a AR o que se expresaban independientemente de AR a partir de comparaciones de genes regulados diferencialmente (Figura 3). La comparación de genes de F, D o S AR conjuntos de genes expresados ​​diferencialmente (Tabla S1) identificó 15 de los cuales la expresión era independiente de AR y asociada únicamente con el potencial de germinación ('Germinación', Figura 3a Tabla S2), 19 genes comunes a todos los S -AR conjuntos (AR regulado al alza, Figura 3b, que incluye el gen LPP2 que elimina la sensibilidad a ABA durante la germinación) y 103 comunes a los conjuntos F-D (AR regulado a la baja, Figura 3c, que incluye ABA1, involucrado en la síntesis de ABA). Los patrones de expresión de los miembros representativos de cada conjunto se midieron en WT y semillas mutantes de 0 a 48 h de imbibición mediante RT-PCR cuantitativa (Q) (Figura S2). Para cada gen, se observaron sesgos de expresión similares en las semillas F y S a los observados en los experimentos de transcriptoma.

Representaciones del diagrama de Venn que identifican conjuntos de genes independientes y regulados por post-maduración (AR) en semillas embebidas durante 24 h. Los conjuntos de datos se derivan de la Tabla S1 en cada caso "& gt" indica el conjunto de genes regulado positivamente en la comparación. En cada caso, los conjuntos utilizados para la comparación se indican junto a los círculos asociados. El número de genes representados en los conjuntos de genes se muestra dentro de los segmentos que se cruzan y no se cruzan de los conjuntos. Las listas de genes para todas las comparaciones se presentan en la Tabla S2a, b. En todos los casos, AR y latente (D) se refieren a conjuntos de datos de Ler semillas de tipo salvaje. (a) Identificación de un conjunto de genes asociado únicamente con el potencial de germinación en semillas embebidas ("germinación" regulada al alza). (b) Identificación de un conjunto de genes asociado únicamente con semillas embebidas (S) / AR almacenadas. (c) Identificación de un conjunto de genes asociado únicamente con semillas embebidas frescas (F) / no AR (inactivas). En la Figura S1 se muestra un análisis de diagrama de caja que muestra datos estadísticos asociados con los diferentes grupos de genes.

Con el fin de examinar más a fondo la solidez de las características de expresión de estos conjuntos de genes, también analizamos la expresión génica global en el acceso WT Cvi. La comparación de transcriptomas de semillas AR y D Cvi mostró grandes cambios en la expresión entre los dos estados fisiológicos a las 24 h de imbibición (Tabla S1). Para comparar las propiedades de expresión de los conjuntos de genes asociados e independientes de AR, derivamos la proporción promedio de niveles de expresión de cada conjunto de genes, comparando diferentes estados fisiológicos o diferentes antecedentes genéticos (Figura 4a, Figura S4). Comparación del estado D con AR en las accesiones WT Ler y Cvi revelaron proporciones medias de expresión muy similares de cada conjunto de genes. Razones de expresión de los genes ABA1 y LPP2 fueron consistentes con su ubicación en conjuntos "AR-regulado a la baja" y "AR-regulado al alza", respectivamente.

Comparación de accesiones de tipo salvaje e influencia de ABA exógeno en las características de expresión de conjuntos de genes independientes y asociados a AR después de la maduración (AR) en una imbibición de 24 h. (a) Relación promedio de expresión de los conjuntos de genes "AR-regulado al alza", "AR-regulado a la baja" y "germinación-regulado al alza" en Ler y Cvi. En cada caso, se indican los componentes de la relación [por ejemplo, Ler(D / AR) indica la proporción promedio de expresión de genes de la accesión Ler utilizando muestras inactivas y AR]. Los valores de expresión normalizados y los promedios de relación son para conjuntos de genes derivados de conjuntos de datos de microarrays (Tabla S3). Valores de relación para ABA1 y LPP2 están trazados. En la Figura S4 se muestra un análisis de diagrama de caja más completo que muestra datos estadísticos asociados con las medias. (b) Análisis cuantitativo del curso temporal del rtPCR de la expresión de miembros representativos del "AR-regulado al alza" (NOSOTROS SOMOS), "RA regulado a la baja" (HSP70B, RD29B) y "germinación regulada" (EXPA2) conjuntos de genes durante 48 h de imbibición en agua agarosa en ausencia (AR, D) o presencia (+ ABA) de 10 μ m ABA en luz constante. D, semillas latentes AR, semillas posmaducidas.

Influencia de ABA exógena

El tratamiento de semillas AR WT con ABA exógeno redujo en gran medida el potencial de germinación durante el período de tiempo que tardan las semillas no tratadas en completar la germinación (Figura 1a) (aunque las semillas tratadas con ABA finalmente germinan Müller et al., 2006). Sin embargo, si la AR y la latencia son procesos de desarrollo independientes, la manipulación del potencial de germinación de las semillas de AR mediante la aplicación de ABA no debería influir en la expresión génica relacionada con la AR. El análisis del transcriptoma mostró que muchos genes estaban regulados diferencialmente entre semillas de WT AR tratadas con ABA y sin tratar a las 24 h de imbibición en comparación con las semillas de WT D y AR (Tabla S1). Se expresaron diferencialmente el doble de genes cuando se compararon semillas AR tratadas con ABA con semillas D, que cuando se compararon semillas tratadas con AR ABA con semillas AR sin tratar, lo que sugiere que las semillas AR tratadas con ABA se parecen más a las semillas AR que las semillas D imbuidas. El análisis de PCA demostró que el transcriptoma de las semillas de AR tratadas con ABA se parecía más a AR sin tratar que a las semillas de D (Figura 1c). El ensayo de representación funcional mediante análisis de firma de desarrollo demostró que el conjunto de genes regulados diferencialmente (AR + ABA) & gt D se parecía al conjunto AR & gt D, incluida la representación aumentada de genes asociados con la degradación de proteínas, el ciclo celular y la traducción (Figura 2c). En comparación, la firma del conjunto (AR + ABA) & gt AR se parecía más al conjunto D & gt AR, lo que sugiere que ABA induce transcripciones asociadas con la latencia, aunque se compartieron menos del 10% de genes específicos. El análisis de las proporciones medias de expresión de los tres conjuntos de genes demostró que, en comparación con la expresión en el estado D, la adición de ABA a las semillas de AR no alteró significativamente la expresión de ninguno de los conjuntos de genes (Figura 4a). La RT-PCR cuantitativa que examina la dinámica de expresión de los miembros de estos conjuntos de genes confirmó que el tratamiento con ABA de las semillas de AR no dio como resultado una expresión similar a la de D (Figura 4b). Expresión de RD29B (AR regulado a la baja) fue regulado positivamente por ABA a las 48 h de imbibición, como se ha demostrado previamente para este gen inducible por ABA (Uno et al., 2000 ).

Influencia del entorno de luz en la expresión génica en semillas de AR

Además de los efectos de la aplicación exógena de hormonas, las condiciones ambientales de la semilla embebida, en particular la luz, pueden influir radicalmente en el potencial de germinación, pero no se esperaría que influyeran en la expresión génica asociada a la RA, ya que se trata de un fenómeno asociado a la post-imbibición. El tratamiento con luz roja es un mecanismo común para romper algunos tipos de latencia (Bewley y Black, 1994). Cadman et al. (2006) demostraron que las semillas de accesión AR Arabidopsis Cvi embebidas no germinarían en la oscuridad (DL, que requiere luz), pero lo harían después de un tratamiento con luz roja de 4 h (LIG, luz inducida a germinar). Por lo tanto, las semillas DL y LIG han completado la AR, pero tienen un potencial de germinación opuesto. Usamos los conjuntos de datos de transcriptomas de Cadman et al. (2006) para analizar el comportamiento de los conjuntos de genes identificados aquí. Como ambos estudios analizaron transcriptomas de semillas no refrigeradas embebidas en agua-agarosa a las 24 h (fase II media), fue posible la comparación directa de conjuntos de datos. El análisis de las firmas de desarrollo mostró que los conjuntos de genes LIG & gt PD24 (PD24, 24 h embebidos primarios D) y DL & gt PD24 regulados diferencialmente eran muy similares (Figura 2d), y virtualmente indistinguibles del conjunto CviAR & gt D (Figura 2a) , a pesar de exhibir un potencial de germinación opuesto. Además, las proporciones promedio de expresión de conjuntos de genes "AR-regulado por aumento" y "AR-regulado por disminución" fueron similares en las comparaciones de PD24 / DL y PD24 / LIG (Figura 5).

Influencia del estado de latencia primaria y secundaria en las características de expresión de conjuntos de genes regulados por post-maduración (AR) a las 24 h de imbibición. Se muestra la proporción promedio de expresión de los conjuntos de genes "AR-regulado por aumento" y "AR-regulado por disminución" en Cvi (Cadman et al., 2006). En cada caso se indican los componentes de la relación. Valores de expresión normalizados y promedios de relaciones para conjuntos de genes derivados de conjuntos de datos de microarrays (Tabla S3). Valores de relación para ABA1 y LPP2 están trazados. En la Figura S4 se muestra un análisis de diagrama de caja más completo que muestra datos estadísticos asociados con las medias. Para cada conjunto de genes, los datos se presentan para las proporciones de los siguientes conjuntos de datos: primarios inactivos 24 h embebidos (PD24), primarios inactivos 30 días embebidos (PD30), semillas AR embebidas en la oscuridad (no germinantes, DL), semillas AR embebido en la oscuridad con un destello de luz roja para inducir la germinación (LIG), estado de latencia secundaria 1 (SD1), estado de latencia secundaria 2 (SD2). AR, maduración posterior D, F inactiva, S recién cosechada, semillas almacenadas.

Influencia de la latencia secundaria en la expresión génica regulada por AR

La manipulación del entorno de las semillas de AR embebidas puede conducir a la inducción de una latencia secundaria (Baskin y Baskin, 1998 Bewley y Black, 1994). Induction of secondary dormancy would be predicted to reset the expression characteristics of AR-regulated genes, because in the absence of dormancy breakage in the imbibed state, these seeds would require dry AR to complete germination. The transcriptomes of two secondary dormant states in Cvi have been reported by Cadman et al. (2006) . We analysed these datasets to test whether the expression characteristics of AR gene sets identified in the present study are indeed altered by secondary dormancy states (Figure 5). Expression in different D states (30 days imbibed primary D seeds, PD30 secondary dormancy states 1 and 2, SD1 and SD2) was compared with expression in the two physiologically-different AR states (DL and LIG). Analysis of the average ratio of expression of each gene set showed that, for the ‘AR-upregulated’ set, expression was reduced in D seeds, whereas expression of the ‘AR-downregulated’ set was enhanced (Figure 5, Figure S4b). This shows that gene sets behaved in a similar way in all physiological states. These results show that, following AR of the dry seed, the expression of these gene sets can be ‘reset’ if the SD status of the imbibed seed is changed. Analysis of ratios of expression of ABA1 y LPP2 showed that these maintained an AR-related pattern.


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    • Autores: Julianne Zedalis, John Eggebrecht
    • Editor / sitio web: OpenStax
    • Título del libro: Biología para cursos AP®
    • Fecha de publicación: 8 de marzo de 2018
    • Ubicación: Houston, Texas
    • URL del libro: https://openstax.org/books/biology-ap-courses/pages/1-introduction
    • Section URL: https://openstax.org/books/biology-ap-courses/pages/35-critical-thinking-questions

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    Proceso de respiración

    La glucosa producida en la fotosíntesis viaja alrededor de la planta como azúcares solubles y le da energía a las células de la planta durante la respiración. La primera etapa de la respiración es la glucólisis, que divide la molécula de glucosa en dos moléculas más pequeñas llamadas piruvato y expulsa una pequeña cantidad de energía ATP. Esta etapa (respiración anaeróbica) no necesita oxígeno. En la segunda etapa, las moléculas de piruvato se reorganizan y se fusionan nuevamente en un ciclo. Mientras se reorganizan las moléculas, se forma dióxido de carbono y los electrones se eliminan y se colocan en un sistema de transporte de electrones que (como en la fotosíntesis) produce una gran cantidad de ATP para que la planta lo use para el crecimiento y la reproducción. Esta etapa (respiración aeróbica) necesita oxígeno.


    Referencias

    Adler LS, Wickler K, Wyndham PS et al (1993) Potential for persistence of genes escaped from canola: germination cues in crop, wild, and crop–wild hybrid Brassica rapa. Funct Ecol 7:736–745

    Pessel FD, Lecomte J, Emeriau V et al (2001) Persistence of oilseed rape (Brassica napus L.) outside of cultivated fields. Theor Appl Genet 102:841–846

    Chadoeuf R, Darmency H, Maillet J et al (1998) Survival of buried seeds of interspecific hybrids between oilseed rape, hoary mustard and wild radish. Field Crops Res 58:197–204

    Beckie HJ, Harker KN, Hall LM et al (2006) A decade of herbicide-resistant crops in Canada. Can J Plant Sci 86:1243–1264

    Finch-Savage WE, Leubner-Metzger G (2006) Seed dormancy and the control of germination. New Phytol 171:501–523

    Amen RD (1968) A model of seed dormancy. Bot Rev 34:1–31

    Momoh EJ J, Zhou WJ, Kristiansson B (2002) Variation in the development of secondary dormancy in oilseed rape genotypes under conditions of stress. Weed Res 42:446–455

    Gulden RH, Shirtliffe SJ, Thomas AG (2003) Secondary seed dormancy prolongs persistence of volunteer canola (Brassica napus) in western Canada. Weed Sci 51:904–913

    Finkelstein R, Reeves W, Ariizumi T et al (2008) Molecular aspects of seed dormancy. Annu Rev Plant Biol 59:387–415

    Gruber S, Emrich K, Claupein W (2009) Classification of canola (Brassica napus) winter cultivars by secondary dormancy. Can J Plant Sci 89:613–619

    Webera EA, Gruber S, Stockmann F et al (2013) Can low-dormancy oilseed rape (Brassica napus) genotypes be used to minimize volunteer problems? Field Crops Res 147:32–39

    Holdsworth MJ, Finch-Savage WE, Grappin P et al (2008) Post-genomics dissection of seed dormancy and germination. Trends Plant Sci 13:7–13

    Fei H, Tsang E, Cutler AJ (2007) Gene expression during seed maturation in Brassica napus in relation to the induction of secondary dormancy. Genomics 89:419–428

    Fei H, Ferhatoglu Y, Tsang E et al (2009) Metabolic and hormonal processes associated with the induction of secondary dormancy in Brassica napus semillas. Botany 87:585–596

    Parkin IA, Gulden SM, Sharpe AG et al (2005) Segmental structure of the Brassica napus genome based on comparative analysis with Arabidopsis thaliana. Genetics 171:765–781

    Harper AL, Trick M, Higgins J et al (2012) Associative transcriptomics of traits in the polyploid crop species Brassica napus. Nat Biotech 30:798–802

    Pekrun C, Lutman PJW, Baeumer K (1997) Induction of secondary dormancy in rape seeds (Brassica napus L.) by prolonged imbibition under conditions of water stress or oxygen deficiency in darkness. Euro J Agron 6:245–255

    Grabherr MG, Haas BJ, Yassour M et al (2011) Full-length transcriptome assembly from RNA-seq data without a reference genome. Nat Biotech 29:644–652

    Thimm O, Blasing O, Gibon Y et al (2004) MAPMAN: a user-driven tool to display genomics data sets onto diagrams of metabolic pathways and other biological processes. Plant J 37:914–939

    Maere S, Heymans K, Kuiper M (2005) BiNGO: a cytoscape plugin to assess overrepresentation of gene ontology categories in biological networks. Bioinformatics 21:3448–3449

    Mortazavi A, Williams BA, McCue K et al (2008) Mapping and quantifying mammalian transcriptomes by RNA-seq. Nat Methods 5:621–628

    Langmead B, Salzberg SL (2012) Fast gapped-read alignment with Bowtie 2. Nat Methods 9:357–359

    Audic S, Claverie JM (1997) The significance of digital gene expression profiles. Genome Res 7:986–995

    Wang X, Wang H, Wang J et al (2011) The genome of the mesopolyploid crop species Brassica rapa. Nat Genet 43:1035–1039

    Dave A, Hernandez ML, He Z et al (2011) 12-oxo-phytodienoic acid accumulation during seed development represses seed germination in Arabidopsis. Plant Cell 23:583–599

    Nambara E, Marion-Poll A (2005) Abscisic acid biosynthesis and catabolism. Annu Rev Plant Biol 56:165–185

    Yamaguchi S (2008) Gibberellin metabolism and its regulation. Annu Rev Plant Biol 59:225–251

    Weiner JJ, Peterson FC, Volkman BF et al (2010) Structural and functional insights into core ABA signaling. Curr Opin Plant Biol 13:495–502

    Daviere JM, Achard P (2013) Gibberellin signaling in plants. Development 140:1147–1151

    Chiu RS, Nahal H, Provart NJ et al (2012) The role of the Arabidopsis FUSCA3 transcription factor during inhibition of seed germination at high temperature. BMC Plant Biol 12:15

    Penfield S, Josse EM, Halliday KJ (2010) A role for an alternative splice variant of PIF6 in the control of Arabidopsis primary seed dormancy. Plant Mol Biol 73:89–95

    Pinfield-Wells H, Rylott EL, Gilday AD et al (2005) Sucrose rescues seedling establishment but not germination of Arabidopsis mutants disrupted in peroxisomal fatty acid catabolism. Plant J 43:861–872

    Pracharoenwattana I, Cornah JE, Smith SM (2005) Arabidopsis peroxisomal citrate synthase is required for fatty acid respiration and seed germination. Plant Cell 17:2037–2048

    Cadman CS, Toorop PE, Hilhorst HW et al (2006) Gene expression profiles of Arabidopsis Cvi seeds during dormancy cycling indicate a common underlying dormancy control mechanism. Plant J 46:805–822

    Carrera E, Holman T, Medhurst A et al (2007) Gene expression profiling reveals defined functions of the ATP-binding cassette transporter COMATOSE late in phase II of germination. Plant Physiol 143:1669–1679

    Barrero JM, Millar AA, Griffiths J et al (2010) Gene expression profiling identifies two regulatory genes controlling dormancy and ABA sensitivity in Arabidopsis semillas. Plant J 61:611–622

    Monke G, Seifert M, Keilwagen J et al (2012) Toward the identification and regulation of the Arabidopsis thaliana ABI3 regulon. Nucleic Acids Res 40:8240–8254

    Nishimura N, Kitahata N, Seki M et al (2005) Analysis of ABA hypersensitive germination2 revealed the pivotal functions of PARN in stress response in Arabidopsis. Plant J 44:972–984

    Liu Y, Geyer R, van Zanten M et al (2011) Identification of the Arabidopsis REDUCED DORMANCY 2 gene uncovers a role for the polymerase associated factor I complex in seed dormancy. PLoS One 6:e22241

    Carrera E, Holman T, Medhurst A et al (2008) Seed after-ripening is a discrete developmental pathway associated with specific gene networks in Arabidopsis. Plant J 53:214–224

    Okamoto M, Tatematsu K, Matsui A et al (2010) Genome-wide analysis of endogenous abscisic acid-mediated transcription in dry and imbibed seeds of Arabidopsis using tiling arrays. Plant J 62:39–51

    Footitt S, Marquez J, Schmuths H et al (2006) Analysis of the role of COMATOSE and peroxisomal beta-oxidation in the determination of germination potential in Arabidopsis. J Exp Bot 57:2805–2814


    4 - Lipases

    This chapter discusses the lipases. Information on lipolytic enzymes in higher plants is important in understanding their physiological roles, their action in agricultural products during storage, and their potential use in biochemistry and industry. In postgermination of oilseeds, the mobilization of oil reserves is essential in providing energy and carbon skeletons for embryonic growth. Lipolytic enzymes catalyze the initial steps of lipid mobilization, and thus can be rate controlling in germination and postgerminative growth. The turnover of membrane lipids in various tissues is dependent on lipolytic enzymes knowledge concerning their action is important for understanding cellular development and differentiation, and changes in agricultural products during storage. In agriculture, the crushing or storage of seeds or other agricultural products might lead to an increase in lipolytic activity. This increase results in an accumulation of free fatty acids in oilseeds, and the removal of fatty acids from food oil products adds extra costs. Moreover, lipolytic activities during seed storage might cause a loss of seed vigor or ability of the seeds to germinate rapidly.


    What metabolic processes do dormant and ungerminated seeds carry out? - biología

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    Seed dormancy and germination in threatened Iberian Coincya (Brassicaceae) taxa

    Miguel A. Copete, 1,* José M. Herranz, 1 Pablo Ferrandis 1

    1 Department of Plant Production and Agricultural Technology, ETS Ingenieros Agrónomos, University of

    * Author for correspondence.

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    This study analyzes the influence of temperature, light conditions, seed age, and seed position in the fruit on germination of four Coincya taxa endemic to the south-central Iberian Peninsula: C. rupestris subsp. rupestris (two populations), C. rupestris subsp. leptocarpa , C. longirostra , and C. monensis subsp. orophila (two populations). The first three taxa are endangered. Germination was considerably lower in darkness than with a photoperiod in all taxa analyzed. Freshly matured seeds of C. rupestris subsp. leptocarpa and C. rupestris subsp. rupestris from main population showed primary dormancy, failing to germinate at any temperature or light condition tested. In the other taxa and populations analyzed, fresh seeds showed conditional physiological dormancy, germinating at low and middle but not at high temperatures (32/18 °C). In most taxa and populations, germination capability increased with seed age, and dormancy was finally broken, which suggests that Coincya taxa have non-deep physiological dormancy. The hypothesis that seeds can be induced into conditional dormancy with seed age was confirmed in a population of C. monensis subsp. orophila , where seeds lost the ability to germinate at 5 °C from the fourth month of dry-storage. In most populations tested, short-aged seeds (≤2 months) showed a more pronounced dormancy level when they were collected from the valvar dehiscent portion than from the indehiscent beak. However, the hypothesis that thick-beaked taxa have beak seeds with higher germination than seeds from the valvar portion cannot be accepted as a general trend.

    Miguel A. Copete , José M. Herranz , and Pablo Ferrandis "Seed dormancy and germination in threatened Iberian Coincya (Brassicaceae) taxa," Ecoscience 12(2), 257-266, (1 June 2005). https://doi.org/10.2980/i1195-6860-12-2-257.1

    Received: 27 September 2004 Accepted: 1 January 2005 Published: 1 June 2005