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¿Cómo terminan los eucariotas la transcripción? (aclaración sobre la biología de Campbell)

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Tengo problemas para entender cómo los eucariotas terminan la transcripción. Al estudiar Biología Campbell (pág. 342, 10a ed.), Leí:

En eucariotas, la ARN polimerasa II transcribe la secuencia de la señal de poliadenilación en el ADN, que especifica una señal de poliadenilación (AAUAAA) en el pre-ARNm. Esto se denomina "señal" porque una vez que aparece este tramo de seis nucleótidos de ARN, se une inmediatamente a determinadas proteínas del núcleo.

El texto continúa con:

Luego, en un punto a unos 10-35 nucleótidos aguas abajo de la AAUAA, estas proteínas lo liberan de la polimerasa, liberando el pre-ARNm.

¿Significa esto que el pre-ARNm continúa sintetizándose para 10-35 nucleótidos después de que se transcribe AAUAA antes de finalmente cortarse?

Muchas gracias.


Según Lewin's Genes XI - Krebs et. al sobre transcripción eucariota, empalme y procesamiento de ARN

No está claro si la ARN polimerasa II realmente participa en un evento de terminación en un sitio específico. Es posible que su terminación solo se especifique de manera vaga. En algunas unidades de transcripción, la terminación ocurre más de 1000 pb aguas abajo del sitio, correspondiente al extremo 3 'maduro del ARNm (que se genera por escisión en una secuencia específica) En lugar de usar secuencias terminadoras específicas, la enzima cesa la síntesis de ARN dentro de múltiples sitios ubicados en "regiones de terminación" bastante largas. La naturaleza de los sitios de terminación individuales se desconoce en gran medida.

Continúa diciendo,

El sitio de escisión / poliadenilación en la mayoría de los pre-ARNm está flanqueado por dos cis-Señales que actúan: un motivo AAUAAA corriente arriba, que se encuentra de 11 a 30 nucleótidos del sitio, y un elemento rico en U o rico en GU corriente abajo. El AAUAAA es necesario para la escisión y poliadenilación porque la deleción o mutación del hexámero AAUAAA evita la generación del extremo 3 'poliadenilado (aunque en plantas y hongos puede haber una variación considerable del motivo AAUAAA).

Debo agregar que el significado de 11 a 30, o como dijiste de 10 a 35 nucleótidos, es que te dice el tamaño aproximado del complejo proteico que se encuentra en el ARN y dónde está el sitio activo de la proteína. El dominio que reconoce la secuencia de terminación tiene un ancho de aproximadamente 10 a 35 bases. Es probable que la variación se deba a que la secuencia de ARN que sigue a la secuencia de terminación tiene la capacidad de formar una estructura de bucle de tallo.

Campbell adopta un enfoque necesariamente básico y menos matizado de la información que proporcionan sobre biología molecular. El enfoque es proporcionar algunos detalles y mostrar las similitudes evolutivas entre una amplia gama de sistemas biológicos. El enfoque está bien, ya que lo lleva al estado de ánimo de pensar sobre la interconexión de los sistemas biológicos.

A medida que avance en sus estudios, verá que la realidad y los detalles son mucho más complejos y basados ​​en excepciones que los presentados en los cursos introductorios. Pero los cursos más avanzados pasan un semestre completo enfocados en lo que Campbell cubre en un capítulo. Campbell es preciso pero incompleto por necesidad.


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Si eso no ayuda, háganoslo saber.

Los eucariotas tienen tres ARN polimerasas diferentes: ARN polimerasa I, II y III. & # 160 Son estructuralmente similares entre sí y comparten características comunes con las ARN polimerasas procariotas; sin embargo, transcriben diferentes clases de ARN. & # 160

La ARN polimerasa I transcribe la mayoría de los genes de ARN ribosómico, mientras que la ARN polimerasa III transcribe genes de ARNt, algunos ARNpn y otros genes de ARN pequeños.

La mayoría de los genes de ARN que codifican proteínas son transcritos por la ARN polimerasa II.

El dominio carboxi-terminal de la & # 160RNA Polimerasa II sirve como sitio de unión para varios factores de transcripción que regulan su actividad enzimática. La unión de estos factores depende del patrón de fosforilación de este dominio.

Para la ARN polimerasa II, el promotor mejor estudiado se llama caja TATA. Tiene una secuencia de ADN conservada, más comúnmente T-A-T-A-A-A, que generalmente se encuentra a 25 nucleótidos corriente arriba del sitio de inicio de la transcripción.

La ARN polimerasa II es guiada al sitio del promotor por un conjunto de proteínas conocidas como factores de transcripción generales, específicamente Factor de transcripción 2, o TFII, con variantes A, B, D, E, F y H.

La transcripción comienza con la unión de TFIID a la caja TATA. La proteína de unión de la caja TATA, o TBP, que es un componente de TFIID, reconoce la secuencia de ADN de la caja TATA. & # 160

Luego, TBP se asocia con TFIIA y TFIIB, construyendo una plataforma para que la ARN polimerasa se ensamble con TFIIF en el sitio del promotor. & # 160

Finalmente, TFIIE y TFIIH unen estos componentes para formar el complejo de iniciación. & # 160

A continuación, TFIIH desenrolla el dúplex de ADN alrededor del sitio de inicio y fosforila el dominio C-terminal de la ARN polimerasa.

Esta fosforilación cambia la conformación de la polimerasa, lo que le permite liberarse del complejo de iniciación y comenzar la transcripción en el sitio de inicio. & # 160

Una vez que la ARN polimerasa II ha comenzado a sintetizar la transcripción de ARN, la mayoría de los factores de transcripción generales se liberan del ADN.

8.8: ARN polimerasas eucariotas

La RNA polimerasa (RNAP) se conserva en todos los animales, con RNAP bacterianos, arqueales y eucariotas que comparten similitudes importantes de secuencia, estructurales y funcionales. Entre los tres RNAP eucarióticos, la RNA polimerasa II es más similar al RNAP bacteriano en términos de organización estructural y topologías de plegamiento de las subunidades enzimáticas. Sin embargo, estas similitudes no se reflejan en su mecanismo de acción.

Los tres RNAP eucariotas requieren factores de transcripción específicos, de los cuales la proteína de unión a TATA es común a todos. Estas proteínas permanecen unidas al RNAP para guiar la dirección de la síntesis de ARN en la hebra de ADN molde.

Una vez que el RNAP ha comenzado a alargarse, los factores de transcripción se liberan del ADN, de modo que pueden iniciar otra ronda de transcripción con una nueva molécula de ARN polimerasa. El RNAP ahora se une fuertemente a la plantilla de ADN y continúa sintetizando la transcripción de ARN para secuencias largas a largas distancias, sin disociarse del ADN.

A diferencia de las señales de terminación codificadas por genes bacterianos, los genes que codifican proteínas transcritos por la ARN polimerasa II carecen de secuencias específicas que dirijan a la enzima a terminar en ubicaciones precisas. La vía de terminación más común, conocida como terminación dependiente de poli (A), combina la poliadenilación del transcrito de ARNm con la terminación de RNAP. Aquí, mientras la ARN polimerasa II continúa transcribiendo ARN, a veces hasta miles de pares de bases más allá del final de la secuencia del gen, la transcripción se escinde en un sitio interno. Por tanto, se libera la parte aguas arriba del transcrito y se puede añadir una cola de poliadenina al extremo 3 & # 8217 del transcrito escindido. El producto de escisión aguas abajo es digerido por una 5 & # 8242-exonucleasa mientras todavía está siendo transcrito por la ARN polimerasa II. Cuando la 5 & # 8242-exonulease digiere todo el resto de la transcripción, ayuda al RNAP a disociarse de su cadena de ADN molde, completando así la transcripción.


Potenciadores

Cierto E. coli los genes incluyen secuencias cadena arriba de la región promotora extendida. Los genes para la producción de ARN ribosómico tienen tres sitios corriente arriba, llamados Sitios fis porque son sitios de unión para la proteína llamada Fis (Figura 11.9). Estos sitios se extienden desde el final del elemento UP en –60 a –150, y son ejemplos de una clase de secuencias de ADN llamadas potenciadores. Los potenciadores son secuencias que pueden unirse a proteínas llamadas factores de transcripción.



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Campbell Biology 10th edition Capítulo 17

Garrod planteó la hipótesis de que los "errores innatos del metabolismo", como la alcaptonuria, ocurren porque _____.

A) las enzimas metabólicas requieren cofactores vitamínicos y los individuos afectados tienen deficiencias nutricionales significativas

B) las enzimas están hechas de ADN y los individuos afectados carecen de ADN polimerasa

C) ciertas reacciones metabólicas son llevadas a cabo por ribozimas y los individuos afectados carecen de factores clave de empalme

D) los genes dictan la producción de enzimas específicas, y los individuos afectados tienen defectos genéticos que les hacen carecer de ciertas enzimas

D) los genes dictan la producción de enzimas específicas, y los individuos afectados tienen defectos genéticos que les hacen carecer de ciertas enzimas

Un triplete particular de bases en la hebra molde de ADN es 5 'AGT 3'. El codón correspondiente para el ARNm transcrito es _____.

El código genético es esencialmente el mismo para todos los organismos. A partir de esto, ¿uno puede asumir lógicamente cuál de los siguientes?

A) Un gen de un organismo teóricamente puede ser expresado por cualquier otro organismo.

B) El ADN fue el primer material genético.

C) Los mismos codones en diferentes organismos se traducen en diferentes aminoácidos.

D) Los diferentes organismos tienen diferentes tipos de aminoácidos.

A) Un gen de un organismo teóricamente puede ser expresado por cualquier otro organismo.

La figura anterior muestra una vía metabólica simple. Según la hipótesis de Beadle y Tatum, ¿cuántos genes son necesarios para esta vía?

D) No se puede determinar a partir de la vía.

Consulte la vía metabólica ilustrada anteriormente. Si se requieren A, B y C para el crecimiento, una cepa que sea mutante para la enzima A que codifica el gen podría crecer en un medio suplementado con _____.

Consulte la vía metabólica ilustrada anteriormente. Si se requieren A, B y C para el crecimiento, una cepa mutante para la enzima B que codifica el gen podría crecer en un medio suplementado con _____.

Una posible secuencia de nucleótidos en la hebra molde de ADN que codificaría la secuencia polipeptídica phe-leu-ile-val sería _____.

¿Qué secuencia de aminoácidos se generará basándose en la siguiente secuencia de codones de ARNm?

Consulte la figura anterior. ¿Cuál sería el anticodón para un ARNt que transporta fenilalanina a un ribosoma?

¿Cuál de las siguientes opciones contradice la hipótesis de un gen y una enzima?

A) Una mutación en un solo gen puede resultar en una proteína defectuosa.

B) La alcaptonuria se produce cuando los individuos carecen de una sola enzima involucrada en la catálisis del ácido homogentísico.

C) La anemia de células falciformes produce hemoglobina defectuosa.

D) Un solo gen de anticuerpo puede codificar diferentes proteínas relacionadas, dependiendo del corte y empalme que tiene lugar postranscripcionalmente.

D) Un solo gen de anticuerpo puede codificar diferentes proteínas relacionadas, dependiendo del corte y empalme que tiene lugar postranscripcionalmente.

¿Cuál de los siguientes está directamente relacionado con un solo aminoácido?

A) la secuencia de bases del tRNA

B) la amino acetil tRNA sintasa

C) la secuencia de tres bases del ARNm

D) la complementariedad del ADN y el ARN

C) la secuencia de tres bases del ARNm

En proceso de transcripción, _____.

C) las proteínas se sintetizan

D) el ARNm se adhiere a los ribosomas

Los codones son parte de la estructura molecular de _____.

¿Qué significa cuando decimos que el código genético es redundante?

A) Un solo codón puede especificar la adición de más de un aminoácido.

B) El código genético es diferente para diferentes dominios de organismos.

C) El código genético es universal (el mismo para todos los organismos).

D) Más de un codón puede especificar la adición del mismo aminoácido.

D) Más de un codón puede especificar la adición del mismo aminoácido.

Una vez que los investigadores identificaron el ADN como la unidad de herencia, preguntaron cómo se transfirió la información del ADN en el núcleo al sitio de síntesis de proteínas en el citoplasma. ¿Cuál es el mecanismo de transferencia de información en eucarotes?

A) El ADN de un solo gen se replica y se transfiere al citoplasma, donde sirve como plantilla para la síntesis de proteínas.

B) El ARN mensajero se transcribe a partir de un solo gen y transfiere información del ADN en el núcleo al citoplasma, donde tiene lugar la síntesis de proteínas.

C) Las proteínas transfieren información del núcleo al ribosoma, donde tiene lugar la síntesis de proteínas.

D) La transferencia de ARN lleva la información del ADN directamente a un ribosoma, donde tiene lugar la síntesis de proteínas.

B) El ARN mensajero se transcribe a partir de un solo gen y transfiere información del ADN en el núcleo al citoplasma, donde tiene lugar la síntesis de proteínas.

Según el dogma central, ¿qué molécula debería ir en el espacio en blanco?

Los codones son secuencias de tres bases que especifican la adición de un solo aminoácido. ¿Cómo se comparan los codones eucariotas y los codones procariotas?

A) Los codones procariotas suelen contener bases diferentes a las de los eucariotas.

B) Los codones procariotas suelen especificar aminoácidos diferentes a los de los eucariotas.

C) La traducción de codones está mediada por ARNt en eucariotas, pero la traducción no requiere moléculas intermedias como ARNt en procariotas.

D) Los codones son un lenguaje casi universal entre todos los organismos.

D) Los codones son un lenguaje casi universal entre todos los organismos.

¿Cuál de las siguientes ocurre en procariotas pero no en eucariotas?

A) empalme postranscripcional

B) transcripción y traducción concurrentes

C) traducción en ausencia de un ribosoma

B) transcripción y traducción concurrentes

¿Cuál de las siguientes afirmaciones describe mejor la terminación de la transcripción en procariotas?

A) La ARN polimerasa se transcribe a través de la señal de poliadenilación, lo que hace que las proteínas se asocien con la transcripción y la liberen de la polimerasa.

B) La ARN polimerasa se transcribe a través de la secuencia del terminador, lo que hace que la polimerasa se separe del ADN y libere la transcripción.

C) Una vez iniciada la transcripción, la ARN polimerasa transcribe hasta que llega al final del cromosoma.

D) La ARN polimerasa se transcribe a través de un codón de parada, lo que hace que la polimerasa deje de avanzar a través del gen y libere el ARNm.

B) La ARN polimerasa se transcribe a través de la secuencia del terminador, lo que hace que la polimerasa se separe del ADN y libere la transcripción.

En eucariotas existen varios tipos diferentes de ARN polimerasa. ¿Qué tipo está involucrado en la transcripción de ARNm para una proteína globina?


Terminación de transcripciones breves de RNAPII

ARNnp spliceosomales

Los snRNA espliceosomales transcritos con RNAPII de mamíferos (U1, U2, U4 y U5) son RNA no codificantes sin intrones y no poliadenilados. La formación de sus extremos 3 'depende de promotores específicos de snRNA, pero no requiere un sitio poli (A) o HDE, como los mRNA de histona, sino un elemento de caja 3' ubicado 9-19 nt aguas abajo del extremo 3 'maduro. de snRNAs (de Vegvar et al. 1986 Hernandez y Weiner 1986). La caja 3 'es importante para la transcripción adecuada de los snRNA y se demostró que es necesaria para el procesamiento del extremo 3' de los snRNA U1 y U2 (Cuello et al. 1999). Después de la escisión endonucleolítica aguas abajo de la caja 3 ', los snRNA llevan un extremo 3' extendido que se recorta después de su exportación al citoplasma (para una revisión, véase Egloff et al. 2008).

Al igual que los genes que codifican proteínas, el RNAPII CTD es necesario para la transcripción y el procesamiento en 3 'de los ARNp de U1 y U2 (Uguen y Murphy 2003). El truncamiento de CTD y los inhibidores de quinasa de CTD afectan el reconocimiento de la caja 3 'de U2 pero no la terminación de la transcripción (Medlin et al. 2003 Jacobs et al. 2004). Medlin y col. (2005) demostraron que el P-TEFb y la fosforilación de Ser2 y Ser5 son necesarios para el reconocimiento cotranscripcional de la caja 3 '. Curiosamente, la fosforilación de Ser7 del CTD es necesaria para el reclutamiento del complejo integrador y, por lo tanto, para la transcripción y procesamiento de snRNAs (Egloff et al. 2007). El integrador es un gran complejo que contiene homólogos de algunas subunidades de CPSF y se ha demostrado que desempeña un papel en la formación del extremo 3 'del pre-ARNnp (Baillat et al. 2005). El homólogo de CPSF-73, Int11 / RC-68, interactúa con el CTD fosforilado en Ser7. La mutación de Ser7 a alanina afecta específicamente al procesamiento 3 'de los snRNA pero no a los mRNA codificantes (Chapman et al. 2007 Egloff et al. 2007).

Los extremos 3 'de los snRNA se generan por escisión endonucleolítica, por una endonucleasa que contiene un dominio de β-lactamasa catalítico, y uno de los polipéptidos del componente del complejo integrador, muy probablemente, Int11 / RC-68 (Baillat et al.2005 Dominski et al.2005b). Int11 / RC-68 interactúa con el aparente homólogo de CPSF-100, Int9 / RC-74, formando un complejo distinto de CPSF, ya que no se asocian con CPSF-160 (Dominski et al. 2005b). El agotamiento de Int11 por ARNip o la inactivación de su actividad catalítica por mutación reveló un defecto en el procesamiento del extremo 3 'de U1 y U2 (Baillat et al. 2005). Sin embargo, la inactivación de Int11 no pareció interferir con la terminación de la transcripción.

A pesar de la presencia de cajas 3 ', los genes snRNA parecen no utilizar un proceso de terminación común. Mientras que la transcripción de los genes U1 termina cerca de la caja 3 '(Cuello et al. 1999), la transcripción U2 termina en ∼1 kb desde su extremo 3' maduro (Medlin et al. 2003). Un complejo o factor de terminación no identificado parece unir el ARN precursor de U1 inmediatamente aguas abajo de la caja 3 'en una pista G, justo aguas arriba de un tramo T (Cuello et al. 1999). Cuando esta posible región de unión al terminador se coloca aguas abajo de la caja 3 'de U2, conduce a una terminación de la transcripción eficiente. Sin embargo, tal secuencia no se identificó alrededor de la región del terminador natural de U2. Estos experimentos indican que la terminación de la transcripción del snRNA podría involucrar factores y mecanismos específicos de genes, aunque los detalles siguen sin estar claros.

La caja 3 'se puede comparar con la señal poli (A) en los genes que codifican el ARNm, ya que ambos son necesarios para una escisión y terminación eficientes. Todavía no hay evidencia de una asociación de Xrn2 con genes de snRNA, pero es concebible que la terminación se produzca a través de la degradación del producto corriente abajo, al menos en la terminación U2. La terminación de la transcripción del snRNA de levadura implica la misma vía utilizada para la terminación del snoRNA, que se analiza a continuación.

Sno / snRNA de levadura

La mayoría de los snoRNA se dividen en dos clases bien definidas estructural y funcionalmente. Los SnoRNA que llevan los elementos conservados de la caja C y D funcionan principalmente como guías en el 2′- específico del sitio.O-metilación de los ARN diana, mientras que los snoARN de la caja H / ACA dirigen la pseudouridilación. Si bien se requieren algunos snoRNA para el procesamiento del pre-rRNA, la mayoría de los snoRNA guían las modificaciones de los pre-rRNA (Kiss 2002). En los mamíferos, estos últimos snoRNA están codificados dentro de intrones de pre-mRNA (Richard y Kiss 2006), mientras que los snoRNA implicados en el procesamiento de pre-rRNA en humanos, y la mayoría de los RNA guía expresados ​​en levaduras, son transcritos por RNAPII a partir de sus propios promotores. .

Tras la escisión por la endoribonucleasa Rnt1 (levadura RNasa III) (Chanfreau et al. 1998) o la liberación de intrones, los extremos 3 'de los precursores de snoRNA maduran mediante recorte exonucleolítico a través del exosoma. En algunos casos, los snoRNA transcritos independientemente no poseen las estructuras de ARN en horquilla que son reconocidas por Rnt1 y pueden sufrir escisión endonucleolítica por la maquinaria de formación del extremo 3 'del mRNA (Fatica et al. 2000 Morlando et al. 2002). Después de la escisión, la asociación cotranscripcional de factores específicos y la formación de sn / snoRNPs protegen el extremo 3 'maduro de sn / snoRNAs del recorte exonucleolítico adicional (Morlando et al.2004 Ballarino et al.2005 Yang et al.2005 Houalla et al.2006 ).

Participación de los factores de procesamiento del extremo 3 'del ARNm en el procesamiento y la terminación del ARNno de levadura

Los snoRNA y snRNA no están poliadenilados. Sin embargo, requieren factores comunes de la maquinaria de escisión / poliadenilación (Fatica et al. 2000 Morlando et al. 2002) y, por lo tanto, la escisión debe desacoplarse de la poliadenilación. Los factores de escisión son, de hecho, necesarios para la correcta terminación y procesamiento de sno / snRNA (ver Fig. 2 Morlando et al. 2002 Carneiro et al. 2008). Además, las mutaciones en un subcomplejo de la maquinaria de escisión / poliadenilación, el complejo APT (asociado con Pta1 [homólogo de symplekin]), conducen a la transcripción de lectura completa de ciertos genes sn / snoRNA (Dheur et al. 2003 Ganem et al. 2003 Nedea et al.2003 Steinmetz y Brow 2003 Kim et al.2006 Ghazy et al.2009). Los factores APT implicados en la terminación sn / snoRNA incluyen Pti1, un segundo homólogo de levadura de CstF-64 que también se une a Rna14 Ref2, que interactúa con la proteína Nop1 específica de snoRNP (Morlando et al.2004), la CTD fosfatasa Ssu72 (Ganem et al. 2003 Steinmetz y Brow 2003 Kim et al. 2006) y Swd2, que también es un componente del complejo Set1 (Cheng et al. 2004 Dichtl et al. 2004). La sobreexpresión de Pti1 inhibe la poliadenilación sin afectar la escisión, lo que sugiere que Pti1 puede funcionar desacoplando la escisión y la poliadenilación durante la formación del extremo 3 'del snoRNA (Dheur et al. 2003).

Terminación de levadura RNAPII en genes snoRNA. La terminación en el terminador I (TI), el principal sitio de terminación, depende de la unión de Nrd1. El complejo Nrd1 interactúa con el CTD fosforilado en Ser5 y con los complejos TRAMP y exosoma. La maquinaria de escisión / poliadenilación (CPF y CFIA) no es necesaria para la terminación en TI (dibujada como complejos borrosos). La terminación en el terminador II (TII) implica factores de escisión / poliadenilación, mientras que el complejo Nrd1-TRAMP-exosoma parece inactivo en ese proceso (complejos borrosos). La transcripción de SnoRNA empareja la terminación con la vigilancia de RNA. Después de la liberación del precursor, Trf4 y Pap1 adenilan el pre-snoRNA que será procesado por el exosoma. Se indican otros factores que han demostrado tener un papel en la terminación del snoRNA. Estos incluyen Pcf11, Paf1C y las subunidades RNAPII Rpb3 y Rpb11.

Pero el papel de los factores involucrados en el procesamiento / terminación 3 'de las transcripciones de pre-ARNm en la terminación del ARNsno no está claro. Si bien los experimentos de ChIP han demostrado que Rat1, los factores de escisión del ARNm que incluyen ARN15 y ARN14, así como las subunidades del complejo APT están presentes en varios genes de ARNsno, sorprendentemente no se detectó ningún defecto de terminación en RAT1 o ARN14 cepas mutantes (Kim et al. 2006). La terminación normal del snoRNA también ocurrió en cepas que carecen de Rnt1 o del componente de exosoma nuclear Rrp6 (Kim et al. 2006). Kim y col. (2006) también mostraron que la escisión por la maquinaria de escisión / poliadenilación no es necesaria para la terminación del snoRNA, ya que el agotamiento del homólogo de CPSF-73 Ysh1 o una mutación de PCF11 el bloqueo de la escisión no afectó a la terminación del snoRNA. Sin embargo, se observó una lectura completa de la transcripción en cepas que expresan PCF11 mutantes que no son capaces de unirse al CTD y Garas et al. (2008) demostraron que la terminación en genes snoRNA específicos es defectuosa en una determinada región sensible al frío. YSH1 cepa mutante. Curiosamente, como se muestra en la terminación del ARNm, Steinmetz et al. (2006a) observaron que la alteración del heterodímero Rpb3 / 11 altera la terminación de los snoRNA. Otro punto común con la terminación del ARNm es que, además de las proteínas involucradas en el procesamiento del extremo 3 ', la Paf1C está implicada en la terminación del ARNsno. Los defectos en Paf1C conducen a la lectura completa de la transcripción en los terminadores snoRNA (Sheldon et al. 2005). Los experimentos de ChIP sugirieron que Paf1C puede facilitar la formación del extremo 3 'de snoRNAs reclutando Nrd1 (ver más abajo) (ver Fig. 2 Sheldon et al. 2005).

Los resultados anteriores indican que los genes snoRNA parecen utilizar diferentes vías para terminar la transcripción, ya que las mutaciones o el agotamiento de los factores implicados en la terminación del mRNA tienen efectos sólo en un subconjunto de genes snoRNA. Se necesitarán más investigaciones para comprender qué subyace a las diferencias entre estos genes.

El complejo Nrd1

A pesar de la aparente participación de factores compartidos con el procesamiento del extremo 3 'del pre-mRNA, la terminación sno / snRNA depende en gran medida de un factor específico, el complejo Nrd1. Nrd1 (regulación negativa del pre-ARNm nuclear) es una proteína de unión al ARN nuclear esencial que dirige la terminación del ARNsno y algunas transcripciones del ARNm, en asociación con una proteína que interactúa, la helicasa Sen1 (Steinmetz y Brow 1996 Steinmetz et al. 2001 Ursic et al. al.2004 Vasiljeva y Buratowski 2006). Nrd1 contiene un CID (Meinhart y Cramer 2004 Meinhart et al. 2005) que interactúa con CTD fosforilado en Ser5 (Conrad et al. 2000 Gudipati et al. 2008 Vasiljeva et al. 2008a). Nrd1 también interactúa con otra proteína de unión a ARN esencial, Nab3 (Yuryev et al. 1996).

Nrd1, Nab3 y Sen1 forman el complejo Nrd1, que es detectado por ChIP en los genes de snoRNA (Kim et al. 2006), así como en algunos genes de mRNA, principalmente en regiones promotoras (Nedea et al. 2003). En tono rimbombante, NRD1 y SEN1 las mutaciones causan fuertes defectos de terminación en algunos snoRNA (Kim et al. 2006). Nrd1 y Nab3 reconocen secuencias de ARN específicas ubicadas aguas abajo del extremo 3 'maduro de sn / snoARN (GUAA / G y UCUU, respectivamente) (Steinmetz y Brow 1996, 1998 Conrad et al. 2000 Steinmetz et al. 2001 Carroll et al. 2004, 2007), y las mutaciones en estos sitios causan defectos de terminación (Carroll et al. 2004). Varios terminadores de snoRNA contienen múltiples sitios de unión potenciales para Ndr1 y Nab3, que forman un heterodímero (Carroll et al. 2007). Nrd1 también puede reclutar el complejo de exosomas, acoplando la vía de terminación de Nrd1 al recorte o degradación dependiente del exosoma de las transcripciones (Fig. 2 Vasiljeva y Buratowski 2006).

Análisis de todo el genoma de la distribución de RNAPII en un SEN1 La cepa mutante confirmó la participación de Sen1 en la terminación de la transcripción de snoRNA (Ursic et al. 1997 Rasmussen y Culbertson 1998) y otras transcripciones cortas (Steinmetz et al. 2006b). El análisis de ChIP mostró una lectura completa de RNAPII en la mayoría de los genes snoRNA en un SEN1 cepa mutante o una cepa defectuosa por su actividad helicasa (Kim et al. 2006 Steinmetz et al. 2006b). Sen1 se asocia con CTD y también coprecipita con varios snoRNA y algunos snRNA (Yuryev et al. 1996 Ursic et al. 1997, 2004). Nedea y col. (2008) demostraron que Glc7, la subunidad catalítica de la levadura PP1 (proteína fosfatasa-1), también es un regulador de la terminación del snoRNA, interactuando directamente con Sen1. La purificación de Sen1 marcado con TAP identificó Glc7, Nab3, Nrd1 y todas las proteínas del núcleo snoRNP como proteínas asociadas a Sen1 (Nedea et al. 2008). Proponen que Sen1-Glc7-Nab3-Nrd1 forman un complejo estable en el que Sen1 interactúa directamente con Nab3 y Glc7, que se demostró que desfosforila Sen1 in vitro. Se sabe que Glc7 (He y Moore 2005) y PP1 en mamíferos (Shi et al. 2009) funcionan en la formación del extremo 3 'del ARNm, y será de interés dilucidar las funciones precisas de la desfosforilación en todos estos procesos.

Algunos terminadores de snoRNA parecen ser bipartitos, con un terminador principal (terminador I) dependiente de la unión a Nrd1 y un segundo terminador aguas abajo (terminador II) que contiene características similares a las señales de escisión y poliadenilación (Fig.2 Fatica et al.2000 Morlando et al. al.2002 Steinmetz y Brow 2003 Steinmetz et al.2006a). Ambos terminadores son necesarios para una terminación eficiente. Curiosamente, un terminador snoRNA puede conducir a la poliadenilación cuando se coloca en la región 3 'no traducida (UTR) de un gen que codifica una proteína, corriente arriba del sitio poli (A) natural (Steinmetz et al. 2006a). Estos datos sugieren que, dependiendo del contexto del gen, los terminadores de snoRNA poseen el potencial de dirigir la poliadenilación. De hecho, los datos anteriores informaron de la poliadenilación de algunos precursores de sn / snoRNA en una cepa de levadura con defecto de exosoma (van Hoof et al. 2000 Egecioglu et al. 2006). En consecuencia, una cepa eliminada para PVP6 mostró que de una a cuatro adeninas están presentes en el extremo 3 'de los precursores de snoRNA C / D-box que no se habían procesado por completo (Grzechnik y Kufel 2008). Trf4 / 5 (PAP del complejo TRAMP) agrega adeninas en el terminador I, mientras que la poli (A) polimerasa canónica, Pap1, poliadenila los precursores de snoRNA en ambos terminadores. La lectura completa de SnoRNA y los defectos en el reclutamiento de Nrd1 en el terminador I en una cepa defectuosa en TRAMP indican que el complejo TRAMP es importante para la asociación apropiada de Nrd1 con genes de snoRNA y, por tanto, para la terminación. Grzechnik y Kufel (2008) concluyeron que la poliadenilación por Trf4 y Pap1 es un mecanismo normal vinculado a la terminación del snoRNA que estimula la formación del extremo 3 'por el exosoma (Fig. 2).

La regulación de la terminación de la transcripción de snRNA y snoRNA implica una gran cantidad de factores, implicados en cada paso de la transcripción. Se comparten muchos factores entre las vías de terminación de ARNm y ARNsno, y es necesaria una red reguladora estrecha para discriminar de manera correcta y eficiente entre los dos. Una característica importante de la terminación parece ser la distancia recorrida por RNAPII cuando llega al terminador. El complejo Nrd1 está implicado en la transcripción de transcripciones cortas (Steinmetz et al. 2006b). Como se explica a continuación, esta regulación refleja las diferentes etapas de la fosforilación de CTD. Por otro lado, la posible poliadenilación de snoRNA agrega otro grado de complejidad en la posible vinculación de la vigilancia, el procesamiento y la terminación del ARN, y deberá explorarse más a fondo.

Un papel más amplio del complejo Nrd1 en la expresión génica

Datos recientes indican que la función del complejo Nrd1 no está restringida a la formación y terminación del extremo 3 'del snoRNA. El complejo Nrd1 tiene funciones más amplias en la expresión génica, especialmente en la síntesis / procesamiento de CUT. Los CUT son ARN cortos no codificantes (300-600 nt) que se detectaron por primera vez mediante análisis de microarrays de todo el genoma en cepas de levadura defectuosas para la degradación nuclear del ARN (Kapranov et al. 2005 Wyers et al. 2005 David et al. 2006 Davis y Ares 2006) . En cepas defectuosas para la proteína del exosoma nuclear Rrp6, se acumulan CUT con un extremo 5 'definido y extremos 3' heterogéneos. Se estima que estas transcripciones se originan en el 10% de las regiones intergénicas de levadura (Wyers et al. 2005, aunque ver Neil et al. 2009 y Xu et al. 2009). Después de la terminación dependiente de Nrd1 por RNAPII, los CUT son rápidamente poliadenilados por el complejo TRAMP y luego degradados por el exosoma nuclear (Wyers et al. 2005 Arigo et al. 2006b Houalla et al. 2006 Thiebaut et al. 2006). Recientemente, Gudipati et al. (2008) mostraron que la terminación de CUT dependiente de Nrd1 es inhibida por la fosforilación de CTD en Ser2 y promovida por la fosforilación de Ser5. También demostraron que la unión de Nrd1 a la transcripción naciente, incluso si no es suficiente, es necesaria para una terminación eficiente. En consecuencia, Vasiljeva et al. (2008a) mostró que Nrd1 tiene una alta afinidad por el CTD fosforilado en Ser5 y Ser5 / Ser2. Además, la asociación de Nrd1 con un gen snoRNA o mRNA no se ve afectada por la inhibición de la fosforilación de Ser2.

Los estudios de Gudipati et al. (2008) y Vasiljeva et al. (2008a) proporcionan una explicación de por qué la terminación depende de la distancia recorrida por RNAPII, y cómo RNAPII elige entre la vía de escisión y poliadenilación 3 'para la terminación del ARNm y el complejo Nrd1 para los ARN no codificantes, los ORF cortos y la terminación CUT. Las transcripciones cortas se asocian principalmente con la fosforilación de Ser5, que recluta el complejo Nrd1. Por el contrario, las transcripciones más largas (la mayoría de los ARNm) se asociarán en gran medida con la fosforilación de Ser2 en el extremo 3 'del gen, que recluta a Pcf11 y Rtt103, lo que facilita la función de Rat1 (Rondon et al. 2008). Se necesitarán estudios adicionales para comprender cómo se regula la vía del factor de escisión / poliadenilación en el terminador II de los genes snoRNA. Incluso cuando este terminador está a una distancia mayor del promotor, esta distancia suele ser & lt100 pb del terminador I.

Algunos CUT desempeñan una función reguladora al controlar la actividad de genes adyacentes (Martens et al. 2004 Steinmetz et al. 2006b). Por ejemplo, la región reguladora del SER3 gen produce un CUT que reprime la transcripción de SER3 (Martens et al. 2004). Se demostró que la terminación dependiente del complejo Nrd1 reconoce terminadores reguladores llamados "atenuadores" ubicados en el 5′-UTR de tres genes codificadores de proteínas caracterizados:NRD1, HRP1 (o NAB4), y IMD2 (Steinmetz et al. 2001, 2006b Arigo et al. 2006a Kuehner y Brow 2008). La terminación de los ARN no codificantes iniciada corriente arriba del sitio de inicio del ARNm de los genes que codifican proteínas regula su expresión. Por ejemplo, la unión de Nrd1 y Nab3 a la región de codificación 5′-UTR y aguas arriba de NRD1 dirige la terminación prematura, lo que resulta en una autorregulación negativa de los niveles de Nrd1 (Steinmetz et al. 2001 Arigo et al. 2006a). Asimismo, la terminación de CUT iniciada aguas arriba del IMD2 El sitio de inicio del ARNm regula IMD2 Expresión de ARNm (Jenks et al. 2008 Kuehner y Brow 2008 Thiebaut et al. 2008). Los tres atenuadores son sensibles a mutaciones en SEN1 y RPB11, de acuerdo con estudios previos que muestran la importancia del heterodímero Rpb3 / 11 en la terminación (Steinmetz et al. 2006a).

El complejo Nrd1-TRAMP / exosoma parece tener un papel amplio en la expresión génica. Los CUT proporcionan un ejemplo de ARN controlados por el complejo Nrd1 que parecen importantes para la regulación de la expresión del ARNm. A pesar de la existencia de homólogos humanos de las subunidades de exosoma y TRAMP, todavía hay pruebas limitadas de dicha vía de control de la calidad del ARN y la expresión génica en humanos (Houseley et al. 2006 Kapranov et al. 2007 Vanacova y Stefl 2007). Sin embargo, West et al. (2006a) mostró que los productos 5 ′ de β-globina la transcripción resultante de la escisión en la CoTC contiene frecuentemente una cola A corta y se acumula tras el agotamiento del homólogo humano de Rrp6 mediado por ARNip. Pero lo que es más importante, recientemente se detectaron nuevos ARN no codificantes con función desconocida en el genoma humano (Kapranov et al. 2007). Se necesitarán más estudios para dilucidar el papel de estos ARN y para revelar si funcionan o no en la expresión génica.


¿Cómo terminan los eucariotas la transcripción? (aclaración sobre la biología de Campbell) - Biología

¿Cuál es la función de la ADN polimerasa III?

Para agregar nucleótidos al final de una cadena de ADN en crecimiento.

Hay 61 codones de ARNm que especifican un aminoácido, pero solo 45 ARNt. Esto se explica mejor por el hecho de que

A) algunos ARNt tienen anticodones que reconocen cuatro o más codones diferentes.

B) las reglas para el apareamiento de bases entre la tercera base de un codón y el ARNt son flexibles.
C) muchos codones nunca se utilizan, por lo que los ARNt que los reconocen son prescindibles.

D) el ADN codifica los 61 ARNt, pero luego algunos se destruyen.

E) la exclusión competitiva obliga a algunos tRNA a ser destruidos por nucleasas.

Si una célula no pudiera producir proteínas histonas, ¿cuál de los siguientes sería un efecto probable?
A) Habría un aumento en la cantidad de ADN "satélite" producido durante la centrifugación.
B) El ADN de la célula no se pudo empaquetar en su núcleo.
C) Las fibras del huso no se formarían durante la profase.
D) La amplificación de otros genes compensaría la falta de histonas.
E) Los pseudogenes se transcribirían para compensar la disminución de proteínas en la célula.

¿Qué enzima cataliza el alargamiento de una hebra de ADN en la dirección 5 'y rarr 3'?

empalme de anillos, ¿qué componente molecular del espliceosoma cataliza la escisión?

¿Qué esperarías de una célula eucariota que carece de telomerasa?
A) una alta probabilidad de volverse canceroso
B) producción de fragmentos de Okazaki
C) incapacidad para reparar los dímeros de timina
D) una reducción en la longitud de los cromosomas
E) alta sensibilidad a la luz solar

¿Cómo describimos la transformación en bacterias?

La infección de células por una molécula de ADN de fago.

Una mutación de cambio de marco podría resultar de
A) solo una inserción de base.
B) una eliminación de base solamente.
C) sólo una sustitución de base.
D) supresión de tres bases consecutivas.
E) ya sea una inserción o una eliminación de una base

Para un proyecto de feria de ciencias, dos estudiantes decidieron repetir el experimento de Hershey y Chase, con modificaciones. Decidieron etiquetar el nitrógeno del ADN, en lugar del fosfato. Razonaron que cada nucleótido tiene solo un fosfato y de dos a cinco nitrógenos. Por tanto, marcar los nitrógenos proporcionaría una señal más fuerte que marcar los fosfatos. ¿Por qué no funcionará este experimento?

Los aminoácidos (y por lo tanto las proteínas) también tienen átomos de nitrógeno, por lo que la radiactividad no distinguiría entre el ADN y las proteínas.

Las hebras principales y rezagadas difieren en que

la hebra principal se sintetiza en la misma dirección que el movimiento de la horquilla de replicación, y la hebra rezagada se sintetiza en la dirección opuesta

La citosina constituye el 42% de los nucleótidos en una muestra de ADN de un organismo. Aproximadamente, ¿qué porcentaje de los nucleótidos de esta muestra será timina?

¿Cuál de los siguientes conjuntos de materiales son necesarios tanto para los eucariotas como para los procariotas para la replicación?
A) ADN bicatenario, 4 tipos de dNTP, cebadores, orígenes
B) topoisomerasas, telomerasa, polimerasas
C) Regiones ricas en G-C, polimerasas, muescas cromosómicas
D) aflojamiento de nucleosomas, 4 dNTP, 4 rNTP
E) ligasa, cebadores, nucleasas

En una situación experimental, un estudiante de investigación inserta una molécula de ARNm en una célula eucariota después de haber eliminado su tapa 5 'y su cola de poli (A). ¿Cuál de las siguientes opciones esperaría que encontrara?
A) El ARNm no pudo salir del núcleo para ser traducido.
B) La célula reconoce la ausencia de la cola y poliadenila el ARNm.
C) La molécula es digerida por enzimas de restricción en el núcleo.
D) La molécula es digerida por exonucleasas ya que ya no está protegida en el extremo 5 '.
E) La molécula se adhiere a un ribosoma y se traslada, pero más lentamente.

¿Cuál es la función de un factor de liberación (RF)?

Un factor de liberación es una proteína que permite la terminación de la traducción al reconocer el codón de terminación o el codón de terminación en una secuencia de ARNm.

¿La base nitrogenada adenina se encuentra en todos los miembros de qué grupo?
A) proteínas, triglicéridos y testosterona
B) proteínas, ATP y ADN
C) ATP, ARN y ADN
D) alfa glucosa, ATP y ADN
E) proteínas, carbohidratos y ATP

Después de completar su modelo, Watson y Crick se dieron cuenta de que la molécula de ADN podía transportar una gran cantidad de información hereditaria, ¿en cuál de las siguientes?
A) secuencia de bases
B) esqueletos de fosfato-azúcar
C) maridaje complementario de bases
D) grupos laterales de bases nitrogenadas
E) diferentes azúcares de cinco carbonos

¿Cuál de las siguientes opciones ayuda a mantener separadas las cadenas de ADN mientras se replican?


Mecanismos de iniciación de la transcripción antisentido desde el extremo 3 ′ del GAL10 Secuencia de codificación En vivo

Fig.1 Análisis de la asociación de la ARN polimerasa II con el sitio de inicio antisentido en el extremo 3 'del GAL10 secuencia de codificación. (A) Un diagrama esquemático que muestra las ubicaciones de los pares de cebadores (regiones A, B y C) en el GAL1, GAL10, y GAL7 loci para el análisis de ChIP. Las regiones A, B y C se encuentran en la GAL7 promotor central, el extremo 3 'del GAL10 secuencia de codificación, y la secuencia de activación aguas arriba (UAS) en el GAL10-GAL1 promotor bidireccional, respectivamente. Los números se presentan con respecto a la posición del codón de parada de traducción de GAL10. (B) La ARN polimerasa II está asociada con el extremo 3 'del GAL10 secuencia codificante (región B) en medio de crecimiento que contiene dextrosa. Una cepa de levadura que expresa la subunidad más grande etiquetada con epítopo Myc (Rpb1p) de la ARN polimerasa II se cultivó en medio YPD hasta una DO600 de 1.0 a 30 ° C antes de la base de formaldehído en vivo reticulación. El ensayo de ChIP se realizó como se describe en Materiales y métodos. La inmunoprecipitación se llevó a cabo usando un anticuerpo anti-Myc (9E10 Santa Cruz Biotechnology, Inc.) contra Rpb1p marcado con Myc. El ADN inmunoprecipitado se analizó mediante PCR usando los pares de cebadores que abarcan las regiones A, B y C como se describe para el panel A. Se midió la relación del inmunoprecipitado sobre la entrada en el autorradiograma (denominado señal de ChIP). La señal máxima de ChIP se estableció en 100 y otras señales de ChIP se normalizaron con respecto a 100 (representado como ocupación normalizada o relativa). La ocupación normalizada se trazó en forma de histograma. (C) Autorradiogramas para los datos de ChIP presentados en el panel B. IP, inmunoprecipitación. (D) Análisis de la ARN polimerasa II en el extremo 3 'de la GAL10 secuencia de codificación (región B), GAL7 promotor central (región A), y GAL1-GAL10 UAS (región C) junto con anti-HA como un anticuerpo inespecífico en medio de crecimiento que contiene dextrosa. Se cultivó una cepa de levadura que expresaba Rpb1p etiquetada con Myc en medio YPG hasta una DO600 de 0,8 a 30 ° C y luego se transfirió a medio YPD durante 3 h antes de la reticulación. (E) La relación de la señal de ChIP de Rpb1p etiquetado con Myc a anti-HA (es decir, el aumento de veces de la señal de Rpb1p-Myc ChIP con respecto a HA) en el panel D se representa en forma de histograma. Una proporción de 1 indica que no hay asociación de ARN polimerasa II. (F) Análisis de asociación de la ARN polimerasa II con el gen de ARN polimerasa I (Pol I) en relación con anti-HA en medio de crecimiento que contiene dextrosa. La relación de la señal de ChIP de Rpb1p marcado con Myc a anti-HA se representó gráficamente en forma de histograma. (G) El análisis ChIP de la asociación de la ARN polimerasa II en el extremo 3 ′ del GAL10 secuencia codificante (región B) en la cepa de levadura que expresa Rpb1p con o sin una etiqueta de epítopo Myc. Las cepas de levadura se cultivaron como se describe para el panel D. La inmunoprecipitación se llevó a cabo usando un anticuerpo anti-Myc. Fig 2 Análisis de GAL10 transcripción antisentido. (A) Diagrama esquemático que muestra la estrategia experimental para el análisis de GAL10 transcripción antisentido. El cebador P1 apunta hacia el extremo 5 ′ del GAL10 La transcripción antisentido se extendió mediante transcripción inversa basada en transcriptasa inversa AMV a 42 ° C, y posteriormente el cebador extendido se amplificó mediante pares de cebadores dirigidos a las regiones codificantes, M y N, de GAL10 y GAL7, respectivamente. (B) GAL10 transcripción antisentido en medio de crecimiento que contiene dextrosa. Se cultivó una cepa de levadura que expresaba Rpb1p etiquetada con Myc en medio YPG hasta una DO600 de 0,8 a 30 ° C y luego se cambió a medio YPD durante 3 h. El ARN total se aisló y analizó siguiendo la estrategia experimental descrita en el panel A. El par de cebadores dirigido al GAL10 La secuencia codificante (región M) generó un producto de PCR a partir de ADNc sintetizado por el cebador P1. La transcriptasa inversa no se utilizó en la síntesis de ADNc en el carril -RTasa. (C) Amplificación de ADN genómico utilizando pares de cebadores de PCR dirigidos al GAL7, GAL10, y GAL1 secuencias de codificación. Se utilizaron los mismos pares de cebadores que en los paneles A y B. (D) Análisis de RT-PCR en medio de crecimiento que contiene dextrosa como se describe en el panel B. (E) Análisis de RT-PCR en medio de crecimiento que contiene dextrosa como se describe en el panel B usando cebador oligo (dT). Se cultivó una cepa de levadura que expresaba Rpb1p etiquetada con Myc en medio YPG hasta una DO600 de 0,8 a 30 ° C y luego se transfirió a medio YPG o YPD durante 3 h. Gal, galactosa Dex, dextrosa. (F) Análisis de RT-PCR como se describe en el panel B en medio de crecimiento que contiene dextrosa y galactosa, utilizando el cebador P1 en la síntesis de ADNc. Se cultivó una cepa de levadura que expresa Rpb1p etiquetada con Myc como se describe en el panel E. (G) Análisis de RT-PCR como se describe en el panel B en medio de crecimiento que contiene galactosa. Fig.3 Análisis cinético de la asociación de la ARN polimerasa II con el extremo 3 ′ del GAL10 secuencia de codificación. (A) Análisis cinético de la asociación de la ARN polimerasa II con el extremo 3 ′ del GAL10 secuencia de codificación que sigue al cambio del medio de crecimiento de YPG a YPD. Se cultivó una cepa de levadura que expresaba Rpb1p etiquetada con Myc en medio YPG hasta una DO600 de 0,8 a 30 ° C y luego se transfirió a medio YPD durante diferentes períodos de tiempo antes de la reticulación. La inmunoprecipitación se realizó como se describe en la leyenda de la Fig. 1B. La señal de ChIP a 0 min se fijó en 100, y las señales de ChIP en otros puntos de tiempo se normalizaron con respecto a 100. La ocupación normalizada (o relativa) de Rpb1p se representó en forma de histograma. (B) Autorradiogramas para los datos de ChIP en el panel A. (C) Asociación de la ARN polimerasa II con el extremo 3 ′ del GAL10 La secuencia de codificación en medio YPD (de 3 a 180 min) descrita en el panel A se presentó por separado. La señal máxima de ChIP en el medio YPD se estableció en 100, y otras señales de ChIP se normalizaron con respecto a 100. En un experimento, el punto de tiempo de 60 minutos muestra una señal de ChIP ligeramente más alta que el punto de tiempo de 180 minutos y, por lo tanto, fue establecido en 100. En otros experimentos, el punto de tiempo de 180 minutos muestra una señal de ChIP ligeramente más alta que el punto de tiempo de 60 minutos y se estableció en 100. La ocupación normalizada (o relativa) de Rpb1p se trazó en forma de histograma. (D) Análisis de RT-PCR. Generación de GAL10 ARN antisentido después del cambio del medio de crecimiento de YPG a YPD. Se cultivó una cepa de levadura como se describe en la leyenda del panel A. GAL10 El ARN antisentido se analizó usando el cebador P2 en la síntesis de ADNc y el par de cebadores dirigido al GAL10 promotor central en la amplificación por PCR de ADNc (como se describe esquemáticamente en la Fig. 4A). Los niveles de ACTO 1 las transcripciones se controlaron como controles. (E) Los resultados que se muestran en el panel D se trazaron en forma de histograma. Señal máxima de GAL10 transcripción antisentido se estableció en 100, y los niveles de GAL10 transcripciones antisentido en otros puntos de tiempo se normalizaron con respecto a 100. Asimismo, el máximo ACTO 1 El nivel de transcripción se estableció en 100, y los niveles de ACTO 1 las transcripciones en otros puntos temporales se normalizaron con respecto a 100. Fig.4 La ARN polimerasa II es esencial para GAL10 transcripción antisentido. (A) Diagrama esquemático que muestra la estrategia experimental para el análisis de GAL10 transcripción antisentido usando el cebador P2. El cebador P2 dirigido hacia el extremo 5 'de la GAL10 transcripción antisentido, pero que abarca una región correspondiente a la GAL10-GAL1 promotor bidireccional, se extendió mediante transcripción inversa a 42 ° C, y posteriormente el cebador extendido se amplificó mediante pares de cebadores dirigidos a la región promotora central de GAL10 (región L) y la región de la secuencia codificante de GAL7 (región N). (B) GAL10 transcripción antisentido en medio de crecimiento que contiene dextrosa. El par de cebadores dirigido al GAL10 región promotora central (región L) pero no la GAL7 La secuencia codificante (región N) generó un producto de PCR a partir de ADNc sintetizado por el cebador P2 en un medio de crecimiento que contiene dextrosa. Se cultivó una cepa de levadura que expresa Rpb1p etiquetada con Myc como se describe en la leyenda de la Fig. 2E. (C) Amplificación de los ADNc que se muestran en el panel B utilizando un par de cebadores de PCR dirigido al ACTO 1 secuencias de codificación. (D) Análisis de la ARN polimerasa II en el extremo 3 'de la GAL10 secuencia de codificación (región B) (Fig. 1A), GAL7 promotor central (región A) (Fig. 1A), y GAL10-GAL1 UAS (región C) (Fig. 1A) junto con anti-HA como control de anticuerpo inespecífico en medios de crecimiento que contienen dextrosa y galactosa. Se cultivó una cepa de levadura que expresaba Rpb1p marcada con Myc como se describe en la leyenda de la Fig. 2E antes de la reticulación. Las inmunoprecipitaciones se realizaron como se describe en la leyenda de la Fig. 1B. (E) La relación de la señal de ChIP de Rpb1p con etiqueta Myc y la de anti-HA (es decir, el aumento de veces de la señal de ChIP de Rpb1p-myc con respecto a HA) en la región B en el panel D se representa en forma de histograma. Una proporción de 1 indica que no hay asociación de ARN polimerasa II. (F) La ARN polimerasa II es esencial para GAL10 transcripción antisentido en medio de crecimiento que contiene dextrosa. Se cultivaron cepas mutantes de tipo salvaje (WT) y TS de Rpb1p en medio YPD a 23 ° C hasta una DO600 de 0,85 y luego se cambió a 37 ° C durante 1 h antes de la cosecha. El ARN total se preparó a partir de las cepas mutantes TS y de tipo salvaje de Rpb1p y luego se analizó para GAL10 ARN antisentido que usa el cebador P1 en la síntesis de ADNc. (G) Los datos de transcripción que se muestran en el panel F se representaron en forma de histograma. El nivel de ARN en la cepa de tipo salvaje se estableció en 100 y el nivel de ARN en la cepa mutante se normalizó con respecto a 100.

El sitio de unión a Reb1p en el extremo 3 'de la secuencia codificante de GAL10 facilita el direccionamiento de la ARN polimerasa II para la transcripción antisentido.

Fig.5 El sitio de unión a Reb1p es esencial para el reclutamiento de la ARN polimerasa II en el extremo 3 'del GAL10 secuencia de codificación en medio de crecimiento que contiene dextrosa para GAL10 transcripción antisentido. (A) Diagrama esquemático que muestra el sitio de unión a Reb1p, la caja TATA y el sitio de inicio de la transcripción antisentido en el extremo 3 'del GAL10 secuencia de codificación. Los números se presentan con respecto a la posición del codón de parada de traducción de GAL10. (B) Análisis del reclutamiento de la ARN polimerasa II antisentido en el extremo 3 'del GAL10 secuencia codificante en la cepa de tipo salvaje (WT) y mutaciones portadoras de mutantes en el sitio de unión a Reb1p (Reb1p-BSΔ). Tanto las cepas de tipo salvaje como las mutantes se cultivaron como se describe en la leyenda de la Fig. 1B. La inmunoprecipitación se realizó usando el anticuerpo 8WG16 (Covance, Inc.) contra el dominio carboxi-terminal de la subunidad más grande (Rpb1p) de la ARN polimerasa II. El ADN inmunoprecipitado se analizó mediante PCR utilizando un par de cebadores dirigido al extremo 3 'del GAL10 secuencia de codificación (región B) (Fig. 1A). La señal de ChIP de la cepa de tipo salvaje se estableció en 100, y la señal de ChIP de la cepa mutante se normalizó con respecto a 100 (representada como ocupación normalizada o relativa). (C) Los autorradiogramas para los datos de ChIP presentados en el panel B. (D) Análisis de GAL10 transcripción antisentido en las cepas de tipo salvaje y Reb1p-BSΔ en medio de crecimiento que contiene dextrosa utilizando el cebador P1 en la síntesis de ADNc. Tanto las cepas de tipo salvaje como las mutantes se cultivaron como se describe en el panel B. (E) Los datos de transcripción en los paneles D y F se representaron en forma de histograma. La señal de PCR de GAL10 transcripción antisentido en la cepa de tipo salvaje se estableció en 100, y el nivel de GAL10 La transcripción antisentido en la cepa mutante se normalizó con respecto a 100. Asimismo, la ACTO 1 El nivel de transcripción se estableció en 100 en la cepa de tipo salvaje, y el nivel de ACTO 1 La transcripción en la cepa mutante se normalizó con respecto a 100. (F) Análisis de GAL10 transcripción antisentido en el tipo salvaje y Δgal4 cepas en medio de crecimiento que contiene dextrosa. Tanto las cepas de tipo salvaje como las mutantes se cultivaron como se describe en el panel B. (G) Análisis de GAL10 transcripción antisentido en medio de crecimiento que contiene dextrosa en la cepa de levadura que no tiene GAL1-GAL10 promotor. Una cepa de levadura sin GAL1-GAL10 El promotor se cultivó como se describe en el panel B. (H) El GAL10 El extremo 3 'por sí solo no puede impulsar la transcripción de un plásmido indicador. Los diagramas esquemáticos (izquierda) muestran el plásmido informador LacZ (pRS416) con RPS5 promotor o GAL10 3 ′ final. Los números de arriba RPS5 promotor (sentido) se presentan con respecto al primer nucleótido del sitio de inicio de la transcripción de RPS5. Los números de arriba GAL10 El extremo 3 'se presenta con respecto al último nucleótido del codón de terminación de la traducción de GAL10. La región R en la secuencia codificante de LacZ se amplificó usando ADNc generado por oligo (dT). Análisis de la transcripción de LacZ bajo el RPS5 promotor o GAL10 Se realizó el extremo 3 '(derecha) Las construcciones anteriores se transformaron en células de levadura de tipo salvaje y luego se cultivaron en medio que contenía dextrosa hasta una DO600 de 1,0 a 30 ° C antes de la recolección para el análisis de ARN. Las regiones de codificación de ACTO 1 y GAL7 se amplificaron como controles de carga y sin contaminación de ADN, respectivamente, utilizando ADNc generado por oligo (dT).

TBP promueve el reclutamiento de la ARN polimerasa II en el extremo 3 'del GAL10 secuencia codificante para la transcripción antisentido.

Fig.6 Se requiere TBP para el reclutamiento de la ARN polimerasa II en el extremo 3 'del GAL10 secuencia de codificación en medio de crecimiento que contiene dextrosa para GAL10 transcripción antisentido. (A) Análisis del reclutamiento de la ARN polimerasa II antisentido al extremo 3 'del GAL10 secuencia de codificación en las cepas de tipo salvaje y mutante de TBP (SPT15-WT y spt15-ts) en medio de crecimiento que contiene dextrosa. Tanto las cepas de tipo salvaje como las mutantes se cultivaron en medio YPD a 23 ° C hasta una DO600 de 0,85 y luego se transfirió a 37 ° C durante 1 h antes de la reticulación. La inmunoprecipitación se realizó como se describe en la leyenda de la Fig. 5B. (B) Autorradiogramas para los datos de ChIP que se muestran en el panel A. (C) Análisis de GAL10 transcripción antisentido en el tipo salvaje y spt15-ts cepas mutantes en medio de crecimiento que contiene dextrosa utilizando el cebador P1 en la síntesis de ADNc. Tanto las cepas de tipo salvaje como las mutantes se cultivaron como se describe en el panel A. (D) Los datos de transcripción en el panel C se representaron en forma de histograma. La señal de PCR de GAL10 transcripción antisentido en la cepa de tipo salvaje se estableció en 100, y el nivel de GAL10 La transcripción antisentido en la cepa mutante se normalizó con respecto a 100. Asimismo, la ACTO 1 El nivel de transcripción se estableció en 100 en la cepa de tipo salvaje, y el nivel de ACTO 1 La transcripción en la cepa mutante se normalizó con respecto a 100. (E) Análisis de GAL10 transcripción antisentido en el tipo salvaje y rpt4-ts cepas mutantes en medio de crecimiento que contiene dextrosa utilizando el cebador P1 en la síntesis de ADNc. Las cepas de levadura se cultivaron como se describe en el panel A. (F) Análisis de GAL10 transcripción antisentido en presencia y ausencia de MG132 en medio de crecimiento que contiene dextrosa usando el cebador P1 en la síntesis de ADNc. Células de levadura portadoras de una mutación nula de PDR5 se cultivaron en medio YPD a 30 ° C hasta una DO600 de 0,7 y luego se trató con MG132 (75 μM) durante 2 h antes de la cosecha. (G) El GAL10 Los datos de transcripción antisentido mostrados en los paneles E y F se representaron en forma de histograma. La señal de PCR de GAL10 transcripción antisentido en la cepa de tipo salvaje se estableció en 100, y el nivel de GAL10 La transcripción antisentido en la cepa mutante se normalizó con respecto a 100. Asimismo, la ACTO 1 El nivel de transcripción se estableció en 100 en la cepa de tipo salvaje, y el nivel de ACTO 1 el transcrito en la cepa mutante se normalizó con respecto a 100. De manera similar, las señales de PCR se normalizaron en presencia de MG132 con respecto a la ausencia de MG132.

Los TAF facilitan el direccionamiento de la ARN polimerasa II al extremo 3 'del GAL10 secuencia codificante para la transcripción antisentido.

Fig.7 Análisis del reclutamiento de la ARN polimerasa II antisentido al extremo 3 'del GAL10 secuencia codificante en las cepas de tipo salvaje y mutante de TAF11p y TAF13p en medio de crecimiento que contiene dextrosa para la transcripción antisentido. (A) Se requiere TAF13p para el reclutamiento de la ARN polimerasa II en el extremo 3 'del GAL10 secuencia codificante en medio de crecimiento que contiene dextrosa. Tanto las cepas de tipo salvaje como las mutantes se cultivaron, reticularon e inmunoprecipitaron como se describe en la leyenda de la Fig. 6A. (B) Autorradiogramas para los datos de ChIP que se muestran en el panel A. (C) Se requiere TAF11p para el reclutamiento de la ARN polimerasa II en el extremo 3 'del GAL10 secuencia codificante en medio de crecimiento que contiene dextrosa. Tanto las cepas de tipo salvaje como las mutantes se cultivaron, reticularon e inmunoprecipitaron como se describe en la leyenda de la Fig. 6A. (D) Autorradiogramas para los datos de ChIP que se muestran en el panel C. (E) Análisis de RT-PCR de GAL10 transcripción antisentido en el taf11-ts y taf13-ts cepas mutantes y sus equivalentes de tipo salvaje en medio de crecimiento que contiene dextrosa como se describe en la leyenda de la Fig. 2B. Las células de levadura se cultivaron como se describe en la leyenda de la Fig. 6A. (F) Los datos en el panel E se trazaron en forma de histograma. La señal de PCR de GAL10 transcripción antisentido en la cepa de tipo salvaje se estableció en 100, y el nivel de GAL10 La transcripción antisentido en la cepa mutante se normalizó con respecto a 100. Asimismo, la ADH1 El nivel de transcripción se estableció en 100 en la cepa de tipo salvaje, y el nivel de ADH1 la transcripción en la cepa mutante se normalizó con respecto a 100.

TFIIB y Mediator facilitan el direccionamiento de la ARN polimerasa II al extremo 3 'del GAL10 secuencia codificante para la transcripción antisentido.

La figura 8 TFIIB y el mediador son necesarios para el reclutamiento de la ARN polimerasa II antisentido en el extremo 3 'del GAL10 secuencia de codificación. (A) Análisis del reclutamiento de la ARN polimerasa II al extremo 3 ′ del GAL10 secuencia de codificación en las cepas de tipo salvaje y mutante de TFIIB (SUA7-WT y sua7-ts) en medio de crecimiento que contiene dextrosa. Tanto las cepas de tipo salvaje como las mutantes se cultivaron, reticularon e inmunoprecipitaron como se describe en la leyenda de la Fig. 6A. (B) Los autorradiogramas para los datos de ChIP que se muestran en el panel A. (C) Análisis de RT-PCR de GAL10 ARN antisentido en el SUA7 cepas de tipo salvaje y mutantes TS en medio de crecimiento que contiene dextrosa como se describe en la leyenda de la Fig. 2B. Las células de levadura se cultivaron como se describe en la leyenda de la Fig. 6A. (D) Los datos de transcripción que se muestran en el panel C se representaron en forma de histograma. La señal de PCR de GAL10 La transcripción antisentido en la cepa de tipo salvaje se estableció en 100, y el nivel de GAL10 La transcripción antisentido en la cepa mutante se normalizó con respecto a 100. Asimismo, la ACTO 1 El nivel de transcripción se estableció en 100 en la cepa de tipo salvaje, y el nivel de ACTO 1 La transcripción en la cepa mutante se normalizó con respecto a 100. (E) Análisis del reclutamiento de la ARN polimerasa II al extremo 3 'de la GAL10 secuencia de codificación en las cepas de tipo salvaje y mutante de Mediator (SRB4-WT y srb4-ts) en medio de crecimiento que contiene dextrosa. Tanto las cepas de tipo salvaje como las mutantes se cultivaron, reticularon e inmunoprecipitaron como se describe en la leyenda de la Fig. 6A. (F) Los autorradiogramas para los datos de ChIP que se muestran en el panel E.

AP Lecture Guide 17 & # 8211 De gen a proteína

2. Identificar algunas enfermedades genéticas que ocurren a lo largo de las vías metabólicas.

3. ¿Cuál fue la hipótesis de Beadle y Tatum con respecto a las enzimas?

4. ¿Cómo se ha modificado esa hipótesis?

5. ¿Qué ocurre durante la transcripción?

6. ¿Qué ocurre durante la traducción?

7. ¿En qué se diferencia el proceso de las proteínas en procariotas y eucariotas?

8. Explique brevemente cómo Marshall Nirenberg y Heinrich Matthaei "descifraron el código genético".

9. ¿Qué es el código genético y por qué se dice que es universal?

10. Enumere varias características del código genético.

11. Dé un ejemplo de lo que sucede si se alteran los marcos de lectura.

12. Enumere los aspectos más destacados de las tres etapas de la transcripción.

una. Iniciación _______________________________________________________________

B. Alargamiento ______________________________________________________________

C. Terminación _____________________________________________________________

13. ¿Qué le sucede al ARN de la transcripción antes de que abandone el núcleo?

14. ¿Cuál es la ventaja de la tapa de 5 'y la cola de poli A?

15. Distinga entre exones e intrones.

16. Describe el mecanismo para empalmar ARN.

17. ¿Qué hace el procesamiento alternativo de ARN por las células?

18. Identificar los roles de los actores del proceso de traducción.

una. Transferir ARN ___________________________________________________________

B. Aminoacil-tRNA sintetasa _______________________________________________

C. Ribosomas _____________________________________________________________

19. Identifique y describa brevemente los pasos de la traducción. Iniciación Alargamiento Terminación

20. ¿Cuál es la ventaja de los polirribosomas?

21. Dé un ejemplo de cómo un polipéptido ingresa al RE para procesamiento adicional.

22. ¿En qué se diferencia la síntesis de proteínas entre procariotas y eucariotas?

23. Defina mutaciones puntuales. ______________________________________________________

24. Defina mutaciones que son:

una. Sentido equivocado ______________________________________________________________

B. Tonterías ______________________________________________________________

C. Inserción o eliminación ______________________________________________________

25. Usa el diagrama para rastrear el flujo de información química del gen al producto proteico.


Regulación descendente de β-catenina por p53 activado

Figura 1 . Efecto de la expresión de p53 inducida por DOX sobre la organización y el nivel de β-catenina. Las células MEF se sembraron en cubreobjetos, se trataron con 5 μg de DOX por ml durante 24 h, se fijaron y se tiñeron dos veces para p53 usando un anticuerpo policlonal anti-p53 de ratón (A, C, E y G) y para β-catenina ( β-cat) usando un anticuerpo monoclonal anti-β-catenina (B, D, F y H). Barra, 10 μm. Figura 2 . Efecto de la elevación de p53 sobre los niveles de β-catenina en las fracciones solubles e insolubles de Triton X-100 de diferentes tipos de células. Las células se trataron con 5 µg de DOX por ml (A y B) o 5 µg de cisplatino por ml (C y D) durante los períodos de tiempo indicados. Las proteínas se fraccionaron en fracciones solubles (carriles s) e insolubles (carriles i) de Triton X-100, se resolvieron mediante electroforesis en gel de poliacrilamida-dodecilsulfato de sodio y se sometieron a análisis de transferencia Western utilizando los anticuerpos indicados en la leyenda de la Fig.1 y con un anticuerpo antivinculina (vin). Las intensidades de las bandas de geles representativos de células MEF p53 + / + (A y C) y MEF p53 - / - (B y D) se cuantificaron y se representaron gráficamente (A ′, C ′, B ′ y D ′, respectivamente ). Los extractos de células WI38 (E y E ') se transfirieron con el anticuerpo monoclonal anti-β-catenina (β-cat), vinculina (vin) y una mezcla de los anticuerpos anti-p53 humana DO1 y 1801 y se analizaron como se describe para Células MEF. a.u., unidades arbitrarias. Fig. 3 . Efectos recíprocos de la sobreexpresión de p53 y β-catenina sobre los niveles de estas proteínas y la actividad transcripcional de β-catenina. (A) Se transfectó p53 o un vector vacío de control en células 293. Después de 20 h, las células se fraccionaron en fracciones solubles (carriles s) e insolubles (carriles i) de Triton X-100 y se sometieron a análisis de transferencia Western. Se marcan las posiciones de β-catenina (β-cat), p53 y vinculina (vin). (B) Ensayos de transactivación con plásmidos informadores que expresan luciferasa bajo el control transcripcional de diferentes promotores en presencia de p53 y β-catenina. Barras 1 y 2, barras 3 y 4 del promotor de ciclina G (CycG), barras del promotor del citomegalovirus 5 a 8, barras de FOPFLASH 9 a 12, TOPFLASH. Las células se recogieron 20 h después de la transfección y se sometieron a ensayos de luciferasa y β-galactosidasa. Se indica el error estándar. (C) Efecto de la p53 transfectada sobre los niveles de HA-β-catenina o HA-placoglobina (PG) cotransfectadas transferidas con anticuerpo anti-HA. Se indican las posiciones de β-catenina, placoglobina y p53. (D) Se transfectaron células H1299 (que son deficientes en p53) con cantidades crecientes de HA-β-catenina (0 a 4 μg) y una cantidad constante de p53 (100 ng) (carriles 1 a 3) o con una cantidad constante de HA-β-catenina (4 μg) y cantidades crecientes de p53 (0 a 600 ng) (carriles 4 a 7). Los niveles de HA-β-catenina (β-cat) y p53 se determinaron mediante análisis de transferencia Western. La vinculina endógena sirvió como control de carga.

Relación recíproca entre β-catenina y expresión de p53.

Los mutantes de p53 no logran reducir los niveles de β-catenina

Figura 4. Los mutantes de p53 no logran reducir los niveles de β-catenina (β-cat) y la capacidad de transactivación. (A) Representación esquemática del mutante p53Δ13-52. TAD, dominio de transactivación. (B) Transactivación en células 293, utilizando el plásmido reportero TOPFLASH transfectado solo (barra 1) o con HA-β-catenina (barras 2 a 4) en presencia de p53 de ratón wt (barra 3) o el mutante Δ13-52 ratón p53 (barra 4). Las células se recogieron 20 h después de la transfección y se sometieron a un ensayo de actividad luciferasa. Se indica el error estándar. (C) Análisis de transferencia Western para β-catenina, p53 y p53Δ13-52 en lisados ​​celulares del experimento en el panel B. (D) Se cotransfectó p53 wt humano o un mutante p53R175H humano con HA-β-catenina en células 293 y sometido a análisis de transferencia Western. (E) p53 puede reducir los niveles de β-catenina en MEF deficiente en Mdm2. p53 - / - Mdm2 - / - MEF de doble mutante se transfectaron con 5 µg de plásmido de β-catenina en presencia o ausencia de 300 ng de plásmido p53. El nivel de la β-catenina transfectada (etiquetada con HA) se determinó mediante análisis de transferencia Western. Se indican las posiciones de β-catenina y p53. Los asteriscos en los paneles C, D y E representan una banda inespecífica obtenida con el anticuerpo anti-HA.

Participación de GSK3β y el sistema de proteasoma en la regulación a la baja de β-catenina mediada por p53.

Figura 5. El bloqueo de la actividad de GSK3β, la poliubiquitinación y la degradación proteasomal inhiben el efecto de p53 sobre la β-catenina (β-cat). (A) wt HA-β-catenina se transfectó en células 293 con p53 (carriles 3 y 4) o sin p53 (carriles 1 y 2), y la mitad de los cultivos se trataron durante la noche con LiCl 30 mM (carriles 2 y 4) antes de la recolección de las células y la determinación de los niveles de HA-β-catenina y p53 mediante análisis de transferencia Western. (B) wt β-catenina (carriles 1 a 4) o el mutante de β-catenina HA-S33Y (carriles 5 a 8) se cotransfectó con p53 en células 293. Después de 16 h, se añadió MG132 (25 μM) a las muestras indicadas (carriles 3, 4, 7 y 8). Las células se recogieron 4 h más tarde y se sometieron a análisis de transferencia Western. El panel superior muestra los niveles de β-catenina (wt o mutante S33Y). El panel inferior muestra la p53 transfectada. (C) La β-catenina marcada con VSV (1 μg) se transfectó sola (carril 1) o se cotransfectó con p53 (1 μg) (carril 2) y concentraciones crecientes (2 μg [carril 3] y 4 μg [carril 4]) del ΔF-β-TrCP marcado con HA dominante negativo. La β-catenina wt transfectada se detectó mediante un anticuerpo anti-VSV, mientras que la expresión de ΔF-β-TrCP se controló con un anticuerpo anti-etiqueta de HA. El asterisco indica una banda inespecífica obtenida con el anticuerpo anti-HA.

P53 puede reprimir la β-catenina wt pero no mutante en líneas celulares de cáncer de colon.

Figura 6. wt p53 regula negativamente la β-catenina en las células CRC SW480. (A y B) Las células SW480 se transfectaron con HA-p53 (4 µg) y se inmunotiñeron para HA (A) y β-catenina (β-cat) (B) 20 h después de la transfección. Las flechas apuntan a las células transfectadas con p53. (C) Cuantificación computarizada de β-catenina nuclear en células de control, no transfectadas y en células transfectadas con p53. (D) Transactivación en células SW480 cotransfectadas con p53 y plásmido indicador TOPFLASH o FOPFLASH. Las células se recogieron 20 h después de la transfección y se sometieron a ensayo de luciferasa y análisis de transferencia Western para HA-p53 transfectado. Se indica la posición de HA-p53 en la transferencia Western. Barra, 10 μm. Figura 7. p53 no afecta a la β-catenina ΔS45 mutante de las células HCT116 CRC. (A a D) Se cultivaron células HCT116 en cubreobjetos durante 24 h en presencia (A y B) o en ausencia (C y D) de 5 µg de DOX por ml. Después de la fijación, las células se tiñeron doblemente para p53 usando una mezcla de anticuerpos DO1 y 1801 (A y C) y para β-catenina (β-cat) (B y D) usando un anticuerpo policlonal anti-β-catenina. Barra, 10 μm. (E) Se trataron células HCT116 con 5 µg de DOX por ml durante los tiempos indicados y se fraccionaron en fracciones solubles (carriles s) e insolubles (carriles i) de Triton X-100. Los lisados ​​se sometieron a análisis de transferencia Western. Se indican las posiciones de β-catenina, p53 y vinculina (vin) (como control). (F) Análisis cuantitativo de las intensidades de las bandas mostradas en el panel E. au, unidades arbitrarias. Figura 8. p53 no inhibe la transactivación por la ΔS45 β-catenina de células HCT116 y de S33Y transfectadas pero inhibe la actividad de wt β-catenina en estas células. (A) Las células HCT116 se transfectaron con FOPFLASH (carriles 1 a 5) o TOPFLASH (carriles 7 a 12), junto con p53 (carriles 2, 4, 6, 8, 10 y 12), HA-β-catenina (carriles 3, 4, 9 y 10), o p53 y HA-S33Y β-catenina (carriles 5, 6, 11 y 12). Se determinó la actividad de luciferasa 20 h después de la transfección, y se realizaron análisis de transferencia Western de los lisados ​​celulares para la expresión de β-catenina (β-cat) (wt) y el mutante (S33Y) y para p53. (B) Se transfectaron células HCT116 con wt y β-catenina S33Y y se trataron con DOX (para elevar los niveles de p53) como se describe en la Fig. 7 (barras 7 a 12) o se dejaron sin tratar (barras 1 a 6). Se determinó la transactivación impulsada por los plásmidos informadores FOPFLASH y TOPFLASH. Se muestra el error estándar.

¿Cómo terminan los eucariotas la transcripción? (aclaración sobre la biología de Campbell) - Biología

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Campbell Biology (Bio 181) Capítulos 16-17

¿Cuál es la función de la traducción GTP?

GTP energiza el complejo de iniciación utilizando factores de iniciación.

¿Cuál es el papel de la ADN ligasa en el alargamiento de la hebra rezagada durante la replicación del ADN?

Une fragmentos de Ozaki.

Para reparar un dímero de timina mediante reparación por escisión de nucleótidos, ¿en qué orden actúan las enzimas necesarias?

Endonucleasa, ADN polimerasa I, ADN ligasa.

¿Cuál de los siguientes no ocurre en la expresión génica eucariota procariota, pero tampoco la expresión génica eucariota?

una. El ARNm, el ARNt y el ARNr se transcriben
B. La ARN polimerasa requiere un cebador para alargar la molécula.
C. Se agrega una cola de poli-A al extremo 3 'de un ARNm y se agrega una tapa al extremo 5'.
D. El ARN polimearse se une al promotor
mi. La transcripción puede comenzar tan pronto como haya comenzado la translocación, incluso un poco

La precisión en la traducción de ARNm a la estructura primaria de un polipéptido depende de la especificidad en el.

Unión del anticodón al codón y unión de los aminoácidos a los ARNt.

¿Qué se entiende por la descripción & quotantiparallel & quot con respecto a las hebras que componen el ADN?

La dirección de 5 'a 3' de una hebra va en contra de la dirección de 5 'a 3' de la otra hebra.

En un área específica de un cromosoma, la secuencia de nucleótidos a continuación está presente donde la cadena se abre para formar una bifurcación de replicación: 3 'C C T A G G C T G C A A T C C 5' Se forma un cebador de ARN comenzando en la T (T) subrayada de la plantilla. ¿Cuál de las siguientes representa la secuencia del cebador?
A) 5 'G C C T A G G 3'

¿Qué se puede determinar directamente a partir de la difracción de rayos X de ADN cristalizado?

el diámetro de la hélice

¿Por qué una mutación puntual en el ADN podría marcar una diferencia en el nivel de actividad de la proteína?

Podría sustituir un aminoácido en el sitio activo.

Una nueva cadena de ADN se alarga solo en la dirección 5 'a 3' porque.

La ADN polimerasa solo puede agregar nucleótidos al extremo 3 'libre.

¿Cuál es la función de la topoisomerasa?

Una topoisomerasa es una enzima que regula el enrollamiento y desenrollado del ADN. La función es que regulan la topología del ADN.

¿Cuál de las siguientes es una función de una secuencia de señal poli-A?

A. Codifica una secuencia en las transcripciones eucariotas que señala la escisión enzimática.

B. Permite que el extremo 3 'del ARNm se adhiera al ribosoma.
C. Es una secuencia que codifica la hidrólisis de la ARN polimerasa.
D. Agrega la cola poli-A al extremo 3 'del ARNm.
E. Agrega una tapa de 7-metilguanosina al extremo 3 'del ARNm.

¿Cuál de los siguientes arreglos tiene un fragmento de Okazaki?
A) primasa, polimerasa, ligasa
B) 3 'nucleótidos de ARN, nucleótidos de ADN 5'
C) 5 'nucleótidos de ARN, nucleótidos de ADN 3'
D) ADN polimerasa I, ADN polimerasa III
E) 5 'ADN a 3'

¿Cuál es la función de la ADN polimerasa III?

Para agregar nucleótidos al final de una cadena de ADN en crecimiento.

Hay 61 codones de ARNm que especifican un aminoácido, pero solo 45 ARNt. Esto se explica mejor por el hecho de que

A) algunos ARNt tienen anticodones que reconocen cuatro o más codones diferentes.

B) las reglas para el apareamiento de bases entre la tercera base de un codón y el ARNt son flexibles.
C) muchos codones nunca se utilizan, por lo que los ARNt que los reconocen son prescindibles.

D) el ADN codifica los 61 ARNt, pero luego algunos se destruyen.

E) la exclusión competitiva obliga a algunos tRNA a ser destruidos por nucleasas.

Si una célula no pudiera producir proteínas histonas, ¿cuál de los siguientes sería un efecto probable?
A) Habría un aumento en la cantidad de ADN "satélite" producido durante la centrifugación.
B) El ADN de la célula no se pudo empaquetar en su núcleo.
C) Las fibras del huso no se formarían durante la profase.
D) La amplificación de otros genes compensaría la falta de histonas.
E) Los pseudogenes se transcribirían para compensar la disminución de proteínas en la célula.

¿Qué enzima cataliza el alargamiento de una hebra de ADN en la dirección 5 'y rarr 3'?

empalme de anillos, ¿qué componente molecular del espliceosoma cataliza la escisión?

¿Qué esperarías de una célula eucariota que carece de telomerasa?
A) una alta probabilidad de volverse canceroso
B) producción de fragmentos de Okazaki
C) incapacidad para reparar los dímeros de timina
D) una reducción en la longitud de los cromosomas
E) alta sensibilidad a la luz solar

¿Cómo describimos la transformación en bacterias?

La infección de células por una molécula de ADN de fago.

Una mutación de cambio de marco podría resultar de
A) solo una inserción de base.
B) una eliminación de base solamente.
C) sólo una sustitución de base.
D) supresión de tres bases consecutivas.
E) ya sea una inserción o una eliminación de una base

Para un proyecto de feria de ciencias, dos estudiantes decidieron repetir el experimento de Hershey y Chase, con modificaciones. Decidieron etiquetar el nitrógeno del ADN, en lugar del fosfato. Razonaron que cada nucleótido tiene solo un fosfato y de dos a cinco nitrógenos. Por tanto, marcar los nitrógenos proporcionaría una señal más fuerte que marcar los fosfatos. ¿Por qué no funcionará este experimento?

Los aminoácidos (y por lo tanto las proteínas) también tienen átomos de nitrógeno, por lo que la radiactividad no distinguiría entre el ADN y las proteínas.

Las hebras principales y rezagadas difieren en que

la hebra principal se sintetiza en la misma dirección que el movimiento de la horquilla de replicación, y la hebra rezagada se sintetiza en la dirección opuesta

La citosina constituye el 42% de los nucleótidos en una muestra de ADN de un organismo. Aproximadamente, ¿qué porcentaje de los nucleótidos de esta muestra será timina?

¿Cuál de los siguientes conjuntos de materiales son necesarios tanto para los eucariotas como para los procariotas para la replicación?
A) ADN bicatenario, 4 tipos de dNTP, cebadores, orígenes
B) topoisomerasas, telomerasa, polimerasas
C) Regiones ricas en G-C, polimerasas, muescas cromosómicas
D) aflojamiento de nucleosomas, 4 dNTP, 4 rNTP
E) ligasa, cebadores, nucleasas

En una situación experimental, un estudiante de investigación inserta una molécula de ARNm en una célula eucariota después de haber eliminado su tapa 5 'y su cola de poli (A). ¿Cuál de las siguientes opciones esperaría que encontrara?
A) El ARNm no pudo salir del núcleo para ser traducido.
B) La célula reconoce la ausencia de la cola y poliadenila el ARNm.
C) La molécula es digerida por enzimas de restricción en el núcleo.
D) La molécula es digerida por exonucleasas ya que ya no está protegida en el extremo 5 '.
E) La molécula se adhiere a un ribosoma y se traslada, pero más lentamente.

¿Cuál es la función de un factor de liberación (RF)?

Un factor de liberación es una proteína que permite la terminación de la traducción al reconocer el codón de terminación o el codón de terminación en una secuencia de ARNm.

¿La base nitrogenada adenina se encuentra en todos los miembros de qué grupo?
A) proteínas, triglicéridos y testosterona
B) proteínas, ATP y ADN
C) ATP, ARN y ADN
D) alfa glucosa, ATP y ADN
E) proteínas, carbohidratos y ATP


Ver el vídeo: Transcripción y Traducción en eucariotas (Mayo 2022).