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¿Cuánto tiempo mantiene la LB con antibióticos una buena selección?

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Varias personas en nuestro laboratorio prepararán aproximadamente un litro de LB, agregarán kanamicina a 25-37 mg / L para la selección y la almacenarán a 4 ° C para minipreps u otros cultivos pequeños (donde la dosificación de LB pura con una reserva 1000X es problemática ). Algunos piensan que usarlo después de más de una semana es dudoso, pero habitualmente usamos platos kan que tienen entre 1 y 2 meses sin efectos nocivos.

¿Cuánto tiempo se puede almacenar LB con antibióticos como kanamicina, cloranfenicol o ampicilina a 4 ° C y mantener la selección?


Este artículo de Bitesize Bio es muy informativo sobre este tema. El estudio de 1970 que citan encontró una reducción insignificante en la eficacia de los antibióticos no beta-lactámicos (kanamicina, cloranfenicol) durante un período de 4 semanas o 60 días. La ampicilina pierde aproximadamente un 10% de actividad a las 4 semanas.

En mi laboratorio, solo nos preocupamos de no utilizar placas LB / Amp que tengan más de 4 semanas, para LB / Km, las almacenamos a 4 ° C durante más de un mes, selladas en una bolsa de plástico.


Hasta donde yo sé, está bien. Esa es la temperatura a la que Amp se almacena habitualmente. Siempre hago un control negativo de todos modos para asegurarme de que mis antibióticos sigan siendo letales. Simplemente no lo metas en el microondas para hacer platos.


No sé acerca de las soluciones, pero mantenemos las placas LB-Amp / Carb / Gm a 4 ° C durante dos o tres semanas a la vez, y los antibióticos parecen funcionar.


Supervivencia a largo plazo durante la fase estacionaria: evolución y fenotipo GASP

El ciclo de vida bacteriano incluye cinco fases. Tradicionalmente, el ciclo de vida de las bacterias en el laboratorio se describe en tres fases: lag, exponencial y estacionaria. Sin embargo, cuando los cultivos por lotes se incuban durante períodos de tiempo más largos, hay dos fases adicionales: fase de muerte y fase estacionaria a largo plazo.

Durante la fase estacionaria a largo plazo, emergen células que expresan la ventaja de crecimiento en el fenotipo de fase estacionaria (GASP). Las mutaciones de GASP confieren una capacidad competitiva a las células durante la fase estacionaria.

Las mutaciones de GASP mejor caracterizadas se encuentran en rpoS. Aunque mutaciones en rpoS no son necesarias para la expresión del fenotipo GASP, las mutaciones que reducen, pero no eliminan, la actividad de RpoS se asocian frecuentemente con la expresión de GASP.

Los cultivos de fase estacionaria a largo plazo son dinámicos. La aparición de mutantes de GASP refleja el hecho de que los cultivos en fase estacionaria son muy dinámicos, con la aparición constante de nuevos genotipos a lo largo del tiempo.

La frecuencia de la mutación puede aumentar durante la fase estacionaria a largo plazo. Prácticamente todos los cultivos por lotes a largo plazo de Escherichia coli expresan el fenotipo GASP. Además, los métodos moleculares y genéticos han mostrado una amplia variedad de mutaciones en todo el cromosoma durante la fase estacionaria, lo que indica que la frecuencia de mutación aumenta durante la fase estacionaria, quizás como una respuesta al estrés.

El sistema de reparación de errores de emparejamiento dirigido por metilo y las ADN polimerasas propensas a errores podrían tener un papel en la generación de diversidad genética durante la fase estacionaria. Los datos de varios experimentos indican que la modulación de la actividad de estos dos sistemas puede ayudar a la célula a regular el grado de fidelidad de replicación y reparación. En condiciones en las que la célula percibe un estrés significativo, esta alteración de la frecuencia de mutación puede verse como una respuesta al estrés.

La capacidad de observar la evolución en un tubo de ensayo en tiempo real podría reflejar procesos que están ocurriendo en entornos naturales. La incubación de bacterias en condiciones subóptimas puede proporcionar una idea de las respuestas al estrés que están activas en entornos del mundo real. A diferencia de los protocolos de incubación estándar en los que los nutrientes suelen ser abundantes, las condiciones de incubación en fase estacionaria simulan mejor el estrés de los entornos naturales. Los procesos que conducen a la expresión del fenotipo GASP podrían reflejar los mecanismos de generación de diversidad genética utilizados por una amplia variedad de organismos.


Tomates

Fresas

Ruibarbo

Girasoles

Brócoli

Frambuesas

Alcachofas

Cebollas

Lechuga

Zinnias

Coles de Bruselas


Abstracto

Aplicación del Modelo Zoológico a la Conservación de Especies Excepcionales de Plantas Amenazadas

Resumen

El mantenimiento de una colección de plantas vivas es el método más común para conservación ex situ para especies de plantas que no pueden almacenarse en bancos de semillas (es decir, especies excepcionales). La viabilidad de las colecciones vivientes, junto con el valor que representan para los futuros esfuerzo de conservación, puede estar limitada si no existen esfuerzos coordinados para rastrear y manejar a los individuos entre las instituciones. Mediante una estrategia enfocada en el linaje, la comunidad de zoológicos ha establecido una infraestructura interinstitucional que respalda la viabilidad a largo plazo de las poblaciones de animales en cautiverio. Evaluamos la habilidad de esta infraestructura coordinada de metacolecciones para apoyar en la conservación de cuatro especies de plantas curadas en colecciones vivientes en varios jardines botánicos de todo el mundo. Las limitaciones de las prácticas contemporáneas incluyen la incapacidad de recopilar, compartir y analizar los datos de las colecciones de plantas a nivel individual, así como la dificultad de rastrear la procedencia original del material ex situ. El de trabajo de metacolecciones coordinadas que utilizan los zoológicos pueden ser adoptados por la comunidad botánica para mejorar los resultados de conservación al minimizar la pérdida de la diversidad marco genética que ocurre en las colecciones. Sugerimos acciones que aumenten la conservación ex situ de las especies excepcionales de plantas. Estas acciones incluyen el desarrollo de una base de datos central para acumular datos y rastrear entre las instituciones a los individuos únicos de las especies amenazadas prioritarias y la adaptación de una herramienta de manejo poblacional basada en el linaje que incorpore los aspectos únicos de la historia de vida de las plantas. Si estas acciones se plantean colaborativamente a escala regional, nacional y global, podrían transformar la conservación ex situ de las especies amenazadas de plantas.

保存 植物 活 体 是 对 不能 贮存 种子 的 植物 (特殊 植物) 最 常用 的 迁地保护 方法。 然而, 如果 没有 跨 机构 的 生物 个体 跟踪 和 管理 的 协作, 活 标本 的 生存能力 及其 对 未来 保护 工作 的 价值可能 会 受到 限制。 动物 保护 团体 利用 基于 系谱 的 方法 建立 了 一套 跨 机构 的 基础 工具 来 支持 圈养 动物 种群 的 长期 生存。 本 研究 评估 了 这种 协作 性 的 聚合 采集 基础 工具 在 支持 保护 在全球 多个 植物园 存有 活 标本 的 植物 的 能力。 结果 表明, 当前 的 保护 实践 的 局限性 包括 无法 在 生物 个体 水平 汇编 、 分享 和 分析 采集 植物 的 数据, 以及 难以 追踪 迁地保护 植物 的 原始 种 源。 植物 保护 团体 可以 采用 动物园 使用 的 协作 性 聚合 采集 框架, 通过 减少 采集 过程 中 遗传 多样性 丧失 来 改善 保护 结果。 我们 建议 采取 行动 来 推动 特殊 植物 物种 的 迁地保护, 包括 建立 中央 数据库 来 收集 数据、 追踪 保护 机构 优先 保护 的 受 威胁 物种 的 每个 个体, 以及 开发 基于 系谱 的 、 整合 植物 特有 生活史 信息 的 种群 管理 工具。 如果 在 区域 、 国家 和 全球 范围 内 进行 协作, 这些 行动 将 改变 濒危 植物物种 的 迁地保护 现状。 【翻译: 胡怡思 审校: 聂永刚】


Descendencia

Durante la temporada de reproducción, los machos ampliarán su túnel a más territorios para encontrar hembras con las que aparearse. Una vez que se realiza la reproducción, se crea una cámara de nido esférica revestida con material vegetal seco.

Un lunar hembra da a luz de tres a cuatro bebés sin pelo a la vez. A los 14 días de edad, a los bebés topo, llamados cachorros, les comenzará a crecer pelo. A las cuatro o cinco semanas, las crías son destetadas y a los 33 días abandonan el nido. A las cinco o seis semanas, los cachorros abandonan por completo a su madre y el túnel de su hogar. Los lunares suelen vivir tres años, según YPTE.


Disminución de la población

Los axolotl son longevos, sobreviven hasta 15 años con una dieta de moluscos, gusanos, larvas de insectos, crustáceos y algunos peces. Acostumbrada a ser un gran depredador en su hábitat, esta especie ha comenzado a sufrir por la introducción de peces grandes en su hábitat lacustre. Las amenazas naturales incluyen aves depredadoras como garzas.

Las poblaciones están en declive debido a que las demandas de la cercana Ciudad de México han provocado el drenaje y la contaminación de gran parte de las aguas del complejo del lago Xochimilco. También son populares en el comercio de acuarios, y el ajolote asado se considera un manjar en México, lo que reduce aún más su número. Se les considera una especie en peligro crítico de extinción.


Remolacha azucarera

1 Extensión Especialistas en Remolacha, Universidad Estatal de Dakota del Norte, Fargo, ND 58105, y Servicios de Extensión de la Universidad de Minnesota, St. Paul, MN 55108.
2 Departamento de Agronomía, Servicio de Extensión Cooperativa de la Facultad de Ciencias Agrícolas y de la Vida, Universidad de Wisconsin-Madison. WI 53706. Julio de 1991.

I. Historia:

Remolacha azucareraBeta vulgaris) el cultivo para la producción de sacarosa tuvo éxito en los Estados Unidos a partir de 1870. Los primeros intentos de producción de remolacha azucarera no fueron totalmente exitosos. Una vez que se estableció una industria viable, la remolacha azucarera se cultivó en 26 estados. Aproximadamente 1,400,000 acres se produjeron en 14 estados en 1990. Minnesota y Dakota del Norte produjeron alrededor de 550,000 acres. Otros estados líderes en remolacha azucarera son Idaho, California, Michigan, Nebraska, Wyoming, Montana, Colorado y Texas. Canadá produce remolacha azucarera en Manitoba y Alberta. Rusia lidera la producción mundial de remolacha azucarera con casi 8.500.000 acres, seguida de Polonia, Francia, Alemania Occidental y Turquía con aproximadamente 1.000.000 de acres cada una. La industria del azúcar de remolacha de los Estados Unidos ha experimentado un gran cambio en las últimas tres décadas. Un total de 10 procesadores de remolacha operaban 53 fábricas en 18 estados en 1973, mientras que nueve compañías operaban solo 36 fábricas en los Estados Unidos en 1990.

II. Usos:

La remolacha azucarera se utiliza principalmente para la producción de sacarosa, un alimento puro de alta energía. La demanda del hombre por alimentos dulces es universal. La miel fue el principal edulcorante del hombre primitivo. El comercio de azúcar de caña de azúcar también se remonta a tiempos primitivos. La remolacha azucarera fue reconocida como una planta con valiosas propiedades edulcorantes a principios del siglo XVIII.

A. Alimentos humanos:

La sacarosa de la remolacha azucarera es el uso principal de la remolacha azucarera en los Estados Unidos. La remolacha azucarera contiene de 13 a 22% de sacarosa. La sacarosa se utiliza ampliamente como alimento o aditivo alimentario puro de alta energía. Los aditivos alimentarios dietéticos con alto contenido de fibra se fabrican a partir de pulpa de remolacha azucarera y los principales procesadores de alimentos de los Estados Unidos han utilizado estos suplementos dietéticos en nuevos productos introducidos recientemente, incluidos los cereales para el desayuno.

B. Pienso para ganado:

La pulpa de remolacha azucarera y la melaza son subproductos del procesamiento que se utilizan ampliamente como suplementos alimenticios para el ganado. Estos productos proporcionan la fibra necesaria en las raciones y aumentan la palatabilidad de los piensos. Las tapas de remolacha azucarera también se pueden utilizar para la alimentación del ganado. Los ganaderos de ganado ovino y ganadero permiten el pastoreo de los campos de remolacha en el otoño para aprovechar las copas. El ganado vacuno y ovino también comerán las remolachas pequeñas que quedan en el campo después de la cosecha, pero los productores que pastan el ganado en los campos cosechados deben ser conscientes del riesgo de que el ganado se ahogue con las remolachas pequeñas.

Las puntas de remolacha (hojas y pecíolos) también se pueden utilizar como ensilaje. Las remolachas azucareras que producen 20 toneladas / acre de raíces también producen un total de aproximadamente 5 toneladas / acre de TDN por acre en la parte superior. Las tapas son una excelente fuente de proteínas, vitamina A y carbohidratos, pero son ligeramente inferiores al heno de alfalfa o al ensilado de maíz para el ganado de carne. Las tapas son iguales al heno de alfalfa o al ensilado de maíz para ovejas. El ensilado superior de remolacha se alimenta mejor en combinación con otros alimentos. Las copas deben colocarse en hileras en el campo y dejar que se marchiten hasta un 60-65% de humedad antes de ensilar. Consulte el Manual de piensos y alimentación de Morrison para obtener una descripción detallada del contenido de nutrientes de las puntas y raíces de la remolacha azucarera.

C. Usos industriales:

Los subproductos de la melaza del procesamiento de la remolacha azucarera se utilizan ampliamente en las industrias del alcohol, los productos farmacéuticos y la levadura de panadería. La cal residual del procesamiento de la remolacha azucarera es una excelente enmienda del suelo para aumentar los niveles de pH del suelo. La cal residual es una buena fuente de nutrientes para plantas P & amp K. Las aguas residuales de procesamiento tratadas también pueden usarse para riego.

III. Hábito de crecimiento:

La remolacha azucarera es una planta bienal que se desarrolló en Europa en el siglo XVIII a partir de la remolacha forrajera blanca. Las reservas de azúcar se almacenan en la raíz de la remolacha azucarera durante la primera temporada de crecimiento como fuente de energía durante el invierno. Las raíces se cosechan para obtener azúcar al final de la primera temporada de crecimiento, pero las plantas que hibernan en un clima templado producirán tallos florales y semillas durante el verano y el otoño siguientes. Las raíces de la remolacha azucarera no sobreviven al invierno en Dakota del Norte, Minnesota y Wisconsin. La remolacha azucarera es un cultivo de verano en el norte de los Estados Unidos y un cultivo de invierno o verano en las regiones semiáridas del sur. La semilla de remolacha azucarera para los Estados Unidos se produce en Oregón, donde el clima es lo suficientemente frío para la vernalización pero lo suficientemente cálido para que las raíces vivan durante el invierno.

La planta tiene un sistema de raíz primaria que utiliza el agua y los nutrientes del suelo a profundidades de 5 a 8 pies. A medida que emergen las plantas de remolacha azucarera, se despliegan un par de cotiledones. Las hojas sucesivas se desarrollan en pares durante la temporada de crecimiento. La esperanza de vida de las hojas de remolacha varía de 45 a 65 días y depende de la temperatura.

La inducción fototérmica es necesaria para lograr el desarrollo reproductivo completo de la planta. La remolacha azucarera normalmente es una planta diploide. Es polinizado cruzado siendo el viento el agente eficaz.

IV. Requisitos ambientales:

A. Clima:

La remolacha azucarera se ha adaptado a una amplia gama de condiciones climáticas. La remolacha azucarera es principalmente un cultivo de zona templada producido en el hemisferio norte en latitudes de 30 a 60 & # 0176N. La remolacha azucarera se puede producir en ambientes más cálidos y húmedos, sin embargo, los problemas con insectos, enfermedades y baja calidad del cultivo son más comunes en dicho brazo geográfico.

La planta de remolacha crece hasta que se cosecha o el crecimiento se detiene por una fuerte helada. Las remolachas azucareras crecen principalmente en la parte superior hasta que el dosel de las hojas cubre completamente la superficie del suelo en un campo. Esto normalmente toma de 70 a 90 días desde la siembra. Las temperaturas óptimas durante el día son de 60 a 80 & # 0176F durante los primeros 90 días de crecimiento de la planta. Las regiones con días de larga duración son las más adecuadas para el crecimiento de la remolacha azucarera. El entorno más favorable para producir una cosecha de remolacha azucarera desde los 90 días posteriores a la emergencia hasta la cosecha son los días soleados y brillantes con temperaturas de 65 a 80 ° F seguidas de temperaturas nocturnas de 40 a 50 ° F. Estas condiciones ambientales maximizan el rendimiento y la calidad en un cultivo de remolacha azucarera.

B. Suelo:

La remolacha azucarera se adapta bien a una amplia gama de tipos de suelo. En los Estados Unidos, la remolacha azucarera se produce en suelos arenosos de textura gruesa con alto contenido de materia orgánica, alto contenido de arcilla, suelos arcillosos limosos o franco arcillosos limosos. Un suelo libre o casi libre de piedras es particularmente deseable. Las piedras causan problemas para los equipos de plantación, raleo, cosecha y procesamiento de remolacha azucarera. La producción de remolacha azucarera de tierras secas generalmente se limita a suelos con alta capacidad de retención de agua en áreas con 20 pulgadas de lluvia o más. La remolacha azucarera se produce con éxito bajo riego en regiones con muy pocas precipitaciones.

V. Prácticas culturales:

A. Preparación del lecho de siembra:

La selección del campo y la preparación del semillero son fundamentales para el establecimiento del cultivo de remolacha azucarera. Los objetivos son gestionar los residuos de los cultivos de forma eficaz, minimizar la erosión, mejorar la estructura del suelo para satisfacer las necesidades del cultivo y eliminar las malas hierbas de la temporada temprana.

La labranza de otoño debe coincidir con el tipo de suelo, la cantidad y el tipo de residuo de cultivo anterior presente, y ser compatible con los requisitos de conservación del suelo. Los arados de moldura, los arados de cincel, los discos y los cultivadores de campo se han utilizado con éxito para la labranza primaria de otoño. Los sistemas de labranza de otoño deben mantener suficientes residuos en la superficie del suelo para evitar la erosión o ser compatibles con los sistemas de cultivos de cobertura para el control de la erosión. La labranza de primavera debe mantenerse al mínimo absoluto. Los objetivos son preservar la humedad del lecho de siembra, mantener suficientes residuos de cultivos en el suelo para detener la erosión y reducir la posibilidad de que el viento dañe las plántulas débiles de remolacha azucarera a medida que emergen. El semillero de primavera debe estar lo más nivelado posible y de firme a bien compactado para permitir un buen contacto entre la semilla y el suelo al plantar. Las herramientas de labranza de primavera más comunes son rastras ligeras, desbrozadoras múltiples y sistemas combinados de herramientas de labranza danesas con púas, rastras y canastas rodantes. La labranza de primavera debe ser de solo 1 a 2 pulgadas de profundidad. La siembra debe realizarse lo más rápido posible después de la labranza de primavera antes de que pueda ocurrir el secado del semillero. Las remolachas azucareras se plantan a solo 0,75 a 1,5 pulgadas de profundidad.

La remolacha azucarera se ha plantado con éxito sin labranza cero, con labranza en franjas en los residuos de cultivos anteriores y otros sistemas de labranza reducida. Estas alternativas de labranza a menudo requieren equipo especializado, una mayor planificación y una mejor gestión para tener éxito.

B. Fecha de siembra:

Las investigaciones en Dakota del Norte, Minnesota, Michigan y otros estados indican que se obtienen los mayores rendimientos y la calidad de los cultivos con la siembra temprana. Los productores generalmente aceptan cierto riesgo de daños por heladas tempranas y siembran temprano. Las fechas óptimas de siembra en Minnesota, Dakota del Norte y Wisconsin son del 20 de abril al 10 de mayo. La remolacha azucarera se ha plantado con éxito desde el 1 de abril. Se pueden plantar hasta el 10 de junio y producir una cosecha rígida. Los rendimientos disminuyen alrededor de 1.5 toneladas / semana con cada semana de retraso en la siembra después del 10 de mayo. Las plantas de remolacha azucarera tienen buena tolerancia a las heladas suaves y han sobrevivido a temperaturas en el rango medio de veinte grados.

C. Método y tasa de siembra:

Las remolachas azucareras se plantan con sembradoras de cultivos en hileras de precisión. Las sembradoras de placas y ruedas de celdas o las sembradoras de aire o aspiradoras más nuevas funcionan bien. Las remolachas azucareras se pueden plantar para adelgazar hasta obtener una plantación final o plantar un espacio para una población final de plantas deseada. Las tasas de siembra varían de 1 a 2 libras de semilla / acre. Las sembradoras de remolacha azucarera no deben operarse a más de cuatro millas por hora. Las velocidades de siembra superiores a cuatro millas por hora dan como resultado un mayor número de saltos, un aumento de las semillas se duplica o triplica y el daño de las semillas. La semilla de remolacha azucarera no debe plantarse a más de 1.5 pulgadas de profundidad.

D. Ancho de hilera y poblaciones de plantas:

Los anchos de hilera estrechos producen mayor rendimiento y calidad que los hileras anchas. Las remolachas azucareras en hileras estrechas también compiten mejor con las malas hierbas. Los anchos óptimos de las hileras son de 18 a 24 pulgadas, siendo las hileras de 22 pulgadas las más comunes. Las remolachas azucareras se pueden plantar en hileras de 30 pulgadas para la conveniencia del equipo y la compatibilidad con otros cultivos en hileras en rotación. Sin embargo, la remolacha azucarera plantada en hileras de 30 pulgadas comúnmente produce de 400 a 600 libras menos de azúcar recuperable por acre que en hileras de 22 pulgadas, con las mismas poblaciones de cosecha. Además, las poblaciones de plantas más altas y uniformes, que darán como resultado un mayor rendimiento y calidad, son más fáciles de establecer en hileras estrechas.

Las poblaciones de plantas de remolacha azucarera deben ser de 30,000 a 40,000 plantas uniformemente espaciadas por acre en el momento de la cosecha. Estas poblaciones deberían producir muy buenos rendimientos de remolacha azucarera de alta calidad fácilmente recolectada. Los productores pueden esperar que las plantas se establezcan a partir de solo del 60 al 70% de la semilla plantada. Se puede esperar una pérdida del 5 al 15% de las plántulas establecidas entre la siembra o el aclareo y la cosecha, dependiendo de las condiciones de crecimiento.

E. Rotaciones de cultivos:

Los rendimientos y la calidad suelen ser más altos cuando la remolacha azucarera sigue a la cebada o al trigo en la rotación de cultivos. Los rendimientos generalmente son altos cuando la remolacha azucarera sigue al maíz, las papas o el barbecho de verano en rotación, pero los niveles de nitrógeno residual del suelo más altos de lo deseable pueden seguir a estos cultivos y reducir la calidad de la remolacha azucarera. Tres años de investigación en Minnesota indicaron que la remolacha azucarera rindió significativamente menos cuando se siguió a la soja en comparación con la cebada en rotación. Un año de investigación indicó que los rendimientos de la remolacha azucarera también se redujeron después de la rotación de frijoles comestibles secos.

F. Prácticas culturales y de fertilidad:

Las remolachas azucareras no crecen bien en suelos muy ácidos y crecen mejor en suelos con un pH de 6.0 a 8.0. No se debe intentar el cultivo de remolacha azucarera en suelos con pH inferior a 6,0 hasta que el encalado aumente el pH a 7,0 o más.

La producción rentable de remolacha depende en gran medida de un alto contenido de sacarosa / cultivo de alto tonelaje. Para lograr esto, los factores que limitan el crecimiento, como la fertilidad del suelo, deben manejarse de manera efectiva.

Las remolachas azucareras son únicas en sus requerimientos de nitrógeno (N). Demasiado poco nitrógeno da como resultado un follaje deficiente, un amarilleo prematuro y una reducción de los rendimientos, mientras que demasiado nitrógeno conduce a una reducción del contenido de sacarosa, aumento de las impurezas y disminución de la extracción de sacarosa. Para un manejo adecuado del nitrógeno, el nitrógeno-nitrógeno (NO 3 -N) del suelo de la temporada de pre-cultivo debe determinarse en un laboratorio de renombre que utilice los procedimientos e interpretaciones adecuados. El NO 3 -N es móvil en el suelo, por lo que el nivel de nitrógeno residual debe determinarse anualmente. El fósforo y el potasio deben determinarse cada tres o cuatro años.

La calidad de la remolacha implica dos conceptos: el porcentaje de sacarosa en la raíz y el nivel de impurezas en la raíz, los cuales afectan la extracción de sacarosa por parte del procesador. La producción de remolacha azucarera de alta calidad es especialmente importante para los productores cuyo pago se basa en el contenido de sacarosa extraíble de sus remolachas.

El uso adecuado de fertilizantes nitrogenados normalmente aumenta el rendimiento tanto de las raíces como de la sacarosa y también puede aumentar las impurezas y disminuir el porcentaje de sacarosa en la raíz. Utilice la información de las pruebas de suelo para seleccionar campos con niveles de nitrógeno adecuados para los rendimientos esperados y para seleccionar las dosis de fertilizantes adecuadas para los objetivos de rendimiento esperados. Las cantidades excesivas de nitrógeno residual o fertilizante suelen reducir significativamente la calidad de la remolacha. La remolacha azucarera requiere de 8 a 9 libras de nitrógeno / tonelada para producir una cosecha de alta calidad y buen rendimiento.

La Tabla 1 muestra las recomendaciones de nitrógeno, fosfato y potasio para la remolacha azucarera.

Cuadro 1. Recomendaciones de nitrógeno, fosfato y potasio para la remolacha azucarera

Se necesita N del suelo más N fertilizante *

Fósforo
P Niveles de prueba de suelo lb / acre)

Potasio
K Niveles de prueba de suelo (lb / acre)

* Reste la cantidad de NO 3 -N en los 2 pies superiores del suelo de estas cifras para determinar la cantidad de fertilizante N a aplicar.
1 Todas las recomendaciones son para aplicaciones de transmisión.

Al seleccionar un objetivo de rendimiento de remolacha azucarera y solicitar recomendaciones de fertilizantes, recuerde que el azúcar recuperable es el producto deseado. La fertilización excesiva, particularmente con nitrógeno, puede resultar en remolachas de mala calidad y rendimientos netos reducidos. Por lo tanto, el uso juicioso de factores manejables como fertilizantes nitrogenados, siembra temprana, espaciamiento uniforme, poblaciones adecuadas de plantas, control de malezas, puntualidad de las operaciones, control de enfermedades e insectos, todo ello mejorará el rendimiento de azúcar recuperable. Un buen método para seleccionar un objetivo de rendimiento es utilizar un rendimiento de aproximadamente tres toneladas / acre menor que el rendimiento máximo producido en su granja o en su área.

Investigaciones recientes en Minnesota y Dakota del Norte indicaron que el crecimiento temprano de la temporada y / o las respuestas del rendimiento al fertilizante inicial ocurrieron aproximadamente el 40% de las veces. Es más probable que ocurran respuestas significativas cuando los suelos tienen un contenido de fósforo muy bajo o bajo o tienen niveles bajos de nitrógeno disponible en las 6 pulgadas superiores del suelo.

Las semillas y plántulas de remolacha azucarera son sensibles a las sales fertilizantes. El daño de la germinación puede ocurrir si se coloca un exceso de fertilizante de nitrógeno o potasio en contacto directo con la semilla. En algunas áreas, los materiales fertilizantes de fosfato puro pueden no estar disponibles en cantidades suficientes. En este caso, use fosfato monoamónico (11-48-0) o líquido 10-34-0 como fertilizante inicial. La reducción de la germinación de la semilla debe ser insignificante a partir de 5 libras o menos de nitrógeno por acre en contacto con la semilla de remolacha y cualquier efecto leve sería más que compensado por los rendimientos mejorados de la aplicación de fósforo en bandas en suelos con pruebas muy bajas. No aplique más de 5 a 6 libras / acre de nitrógeno más potasio como iniciador en contacto con la semilla.

Las remolachas azucareras que crecen en suelos con niveles muy bajos de fósforo y / o potasio dependen en gran medida del fertilizante aplicado. En suelos de prueba media o superior, el cultivo depende mucho menos del fertilizante aplicado. Se aplica fertilizante en estos suelos para reemplazar los nutrientes eliminados por el cultivo y / o como iniciador para que el cultivo comience rápidamente, especialmente en primaveras frescas y nubladas. En suelos de pruebas muy bajas donde las plantas dependen en gran medida del fertilizante para sus necesidades, el método de aplicación influirá en la cantidad de fertilizante que las plantas pueden recuperar. El fertilizante al voleo se mezcla completamente con el suelo y, como resultado, algunos no están disponibles posicionalmente para las raíces de las plantas. El fertilizante en bandas o en hileras de sembradoras se aplica más cerca de la semilla y el cultivo puede recuperarlo de manera más eficiente.

La remolacha azucarera se encuentra entre los cultivos menos susceptibles a las deficiencias secundarias y de micronutrientes. La excepción puede ser la susceptibilidad a la escasez de boro y manganeso. La deficiencia de zinc se ha informado en raras ocasiones en Minnesota. No se han informado ni demostrado respuestas a otros micronutrientes. Una prueba de suelo para estos nutrientes responderá las preguntas que surjan sobre las posibles necesidades de manganeso, cobre o hierro.

Se puede observar deficiencia de calcio en la remolacha azucarera en Minnesota y Dakota del Norte. Sin embargo, la deficiencia aparentemente es un problema fisiológico. Los suelos en esta área son ricos en calcio y la aplicación de fertilizantes que contienen calcio no corregirá la deficiencia. No se han documentado pérdidas de rendimiento debido a este problema.

G. Selección de variedades:

El desarrollo comercial de variedades de remolacha ha sido realizado exclusivamente por empresas privadas de azúcar y semillas en los Estados Unidos. American Crystal Sugar Company, Moorhead, Minnesota, lleva a cabo los ensayos de variedades más completos de los Estados Unidos.

Los ensayos de variedades codificadas de American Crystal están diseñados para brindar una evaluación imparcial del potencial genético de todas las entradas de variedades de remolacha azucarera, mientras que otras variables (soporte, fertilidad, niveles de humedad, etc.) se mantienen constantes. Estas evaluaciones se utilizan para establecer una lista de variedades aprobadas que asegura el uso de las variedades más productivas para maximizar los beneficios para los productores y las empresas azucareras.

H. Control de malezas:

La remolacha azucarera es pobre competidora con las malas hierbas desde que emerge hasta que las hojas de la remolacha azucarera dan sombra al suelo. Las remolachas azucareras emergentes son pequeñas, carecen de vigor y tardan aproximadamente dos meses en dar sombra al suelo. Por lo tanto, las malezas tienen un largo período para establecerse y competir. Las remolachas azucareras son relativamente cortas incluso después de que dan sombra al suelo, por lo que muchas malezas que se establecen en un campo antes de la sombra del suelo se volverán más altas que las remolachas azucareras, darán sombra a las remolachas azucareras y causarán graves pérdidas de rendimiento. Para evitar la pérdida de rendimiento debido a la competencia de malezas, las malezas deben estar totalmente controladas cuatro semanas después de la aparición de la remolacha azucarera y se debe mantener el control de malezas durante toda la temporada.

Se debe utilizar una combinación de métodos de control de malezas culturales, químicos y mecánicos para maximizar el control de malezas en la remolacha azucarera. Algunas especies de malezas como la kochia, la malva común, el algodoncillo común y la hoja de terciopelo son difíciles o imposibles de controlar selectivamente en la remolacha azucarera con herbicidas. Estas malas hierbas en particular, y todas las malas hierbas en general, deben controlarse eficazmente en otros cultivos de la rotación. Se debe usar rociado puntual o deshierbe manual en áreas pequeñas para prevenir el establecimiento de malezas problemáticas. La remolacha azucarera no debe plantarse en campos muy infestados de malas hierbas problemáticas.

El cultivo con un cultivador de cultivos en hileras es un método de control de malezas universal y esencial en la remolacha azucarera. Además, la azada rotativa o la rastra de dientes flexibles se pueden utilizar para eliminar las malas hierbas de las remolachas azucareras bien enraizadas. El deshierbe manual sigue siendo un método importante de control de malezas en la remolacha azucarera con 76% de los acres en Minnesota y el este de Dakota del Norte que recibieron deshierbe manual en 1989. La decisión de usar el deshierbe manual u otros métodos de control de malezas debe basarse en los beneficios económicos esperados. Generalmente, los herbicidas serán más rentables que el deshierbe manual en densidades de malezas moderadas a pesadas. El deshierbe manual puede ser más rentable en densidades bajas de malezas, especialmente si las especies de malezas objetivo son tolerantes a los herbicidas o demasiado grandes para un control efectivo.

1. Herbicidas de sustitución de labranza o contacto con premereence. El glifosato (varios nombres comerciales) se puede aplicar antes de que emerja la remolacha azucarera, a las malezas emergidas a una tasa de 0,19 a 0,75 lb / acre (0,5 a 2 pt / acre). Use la dosis más alta en malezas más grandes, malezas más resistentes o si las plantas están bajo estrés hídrico. Use 0.75 lb / acre para controlar los cultivos de cobertura de granos pequeños vivos. Cuando se utilizan dosis bajas de glifosato, aplique de 3 a 10 galones de agua por acre por tierra o de 3 a 5 gpa por aire. Retrasar la labranza durante al menos 3 días después del tratamiento. El glifosato es un herbicida de postemergencia translocado no selectivo sin actividad residual en el suelo. Se debe utilizar un tensioactivo no iónico con glifosato.

El paraquat (Gramoxone Extra) se puede aplicar antes de que la remolacha azucarera emerja a las malezas emergidas a una tasa de 0,62 a 0,94 lb / acre (2 a 3 pt / acre). Aplicar en 5 a 10 gpa de agua por aire o en 20 a 60 gpa por suelo. El paraquat es un herbicida de contacto no selectivo sin actividad residual en el suelo. Se debe utilizar un tensioactivo no iónico con paraquat.

2. Herbicidas aplicados al suelo: Un buen control de malezas con herbicidas de preemergencia (no incorporados) requiere lluvia después de la aplicación. Los herbicidas que se incorporan a la superficie del suelo generalmente requieren menos lluvia después de la aplicación para un control efectivo de malezas que los herbicidas no incorporados. Las malas hierbas que emergen a través de un tratamiento con herbicida de preemergencia se pueden controlar mediante azada rotatoria o rastrillado sin reducir el efecto del herbicida a menos que la rastra o el azada rotatoria eliminen el herbicida de una banda tratada.

Las razones para usar herbicidas aplicados al suelo en la remolacha son las siguientes:

  1. Para reducir la competencia de malezas a principios de temporada.
  2. Hacer que los herbicidas de postemergencia sean más efectivos aumentando la susceptibilidad de las malezas y reduciendo la población total de malezas.
  3. Proporcionar control de malezas si el clima desfavorable impide los cultivos oportunos o las aplicaciones de herbicidas en postemergencia.
  4. Por lo general, un solo tratamiento con herbicida no proporcionará un control total de las malezas. Un herbicida preemergente o preplantado incorporado seguido de herbicidas postemergente a menudo mejorará el control de malezas en comparación con los herbicidas preemergentes o preplantadores incorporados solos o con herbicidas postemergentes solos.

Incorporación de herbicidas: muchos herbicidas que se aplican antes del cultivo y la aparición de malezas deben incorporarse para lograr un control óptimo de las malezas. Se incluyen en este grupo cicloato (Ro-Neet) y EPTC (Eptam). El control de malezas a partir de etofumesato (Nortron), pirazona (Pyramin) y diethatyl (Antor) generalmente se mejora mediante la incorporación.

El cicloato (Ro-Neet) y EPTC (Eptam) deben incorporarse inmediatamente después de la aplicación, independientemente de si se utiliza la formulación líquida o granular. Ethofumesate (Nortron), diethatyl (Antor), and pyrazon (Pyramin) may be used preemergence but incorporation usually improves weed control, especially on fine-textured soils or with limited rainfall after application. Incorporation may reduce weed control if heavy rains follow application and incorporation may increase sugarbeet injury compared to surface application. Experience indicates that lack of rainfall is more common than excess rainfall following planting.

An estimate of the efficiency of an incorporating tool can be obtained by operating the tool through flour or lime which has been spread thickly over the soil. A thorough incorporation should cover most of the flour or lime and give uniform mixing through the soil. Several tillage tools have been used successfully for the incorporation of herbicides. Some herbicides require more thorough incorporation than others and the incorporation method should be matched to the herbicide.

Cycloate and EPTC require a thorough incorporation and should be incorporated by one of the following methods or a method which will incorporate similarly.

  1. A tandem disk should be set at a depth of 4 to 6 in. for EPTC or cycloate. Operating speed should be 4 to 6 mph. Tandem disks with disk blades spaced 8 in. or less and disk blade diameter of 20 in. or less have given good herbicides incorporation. Larger disks often give streaked incorporation and poor weed control.
  2. Field cultivators of various types may be used. These should have overlapping sweep shovels with at least three rows of gangs and the operating depth should be 4 to 6 in. for EPTC and cycloate. A harrow should follow the field cultivator. The operating speed necessary to achieve a satisfactory incorporation will vary somewhat depending on the type of field cultivator but the speed usually will be 6 to 8 mph.
  3. Field cultivators with Danish tines plus rolling crumblers behind have given good herbicide incorporation. These tools should be operated 4 in. deep and at 7 to 8 mph or faster. Adequate incorporation with one pass may be possible with these tools if soil conditions are ideal for herbicide incorporation. However, a second incorporation may be good insurance against poor weed control.
  4. Power driven rototiller-type equipment will give adequate incorporation when set to operate at a depth of 2 to 3 in. at the manufacturer's recommended ground speed.

A single incorporation with a power driven rototiller is sufficient for cycloate or EPTC. However, a second tillage at right angles to the initial incorporation should be done if the disc or field cultivator is used. The second incorporation has two purposes:

  1. Most of the herbicide left on the surface after the first incorporation will be mixed into the soil with the second tillage.
  2. The second tillage will give more uniform distribution of the herbicide in the soil which will improve weed control and may reduce crop injury.

Ethofumesate, diethatyl, and pyrazon do not require deep incorporation. A tillage tool operating at a minimum depth of 2 in. will give adequate incorporation if the tool mixes the herbicide uniformly through the soil.

EPTC (Eptam) preplant incorporated in the spring at 2 to 3 lb/acre (2.3 to 3.4 pt/acre) or fall applied at 4 to 4.5 lb/acre (4.5 to 5.25 pt/acre) gives good control of annual grasses and certain broadleaf weeds. EPTC sometimes causes sugarbeet stand reduction and temporary stunting. However, no yield reduction will result if enough sugarbeets remain to obtain an adequate plant population after thinning. EPITC should be used with extreme caution on sugarbeets grown in loam or coarser-textured soils with low organic matter levels because a safe EPTC rate is difficult to predict on such soils.

Cycloate (Ro-Neet) spring applied at 3 to 4 lb/acre (4 to 5.3 pt/acre) or fall applied at 4 lb/acre (5.3 ptlacre) gives weed control similar to EPTC. EPTC tends to give better weed control than cycloate on fine-textured, high organic matter soils or under relatively dry conditions while cycloate gives better control than EPTC when spring rainfall is adequate to excessive. Cycloate causes less sugarbeet injury than EPITC and is thus safer for use on more coarse textured, low organic matter soils.

EPTC (Eptam) plus cycloate (Ro-Neet) has less potential for sugarbeet injury than EPTC alone and is less expensive per acre than cycloate alone. The rate of application of the mixture must be adjusted for soil texture and organic matter. Suggested fall applied rates are: cycloate alone at 4 lb/acre on soils with less than 3% organic matter, EPTC + cycloate at 1 + 3 lb/acre on loam or coarser soils with 3% organic matter, 1.5 to 2.5 lb/acre on loam to clay loam soils with 3 to 4% organic matter, 2 + 2 lb/acre on clay loam soils with 3.5 to 4.5% organic matter, and 2.5 + 2.5 lb/acre on clay or clay loam soils with over 4.5% organic matter. Suggested spring applied rates are: cycloate alone at 3 lb/acre on loam or coarser soils with 3 % or less organic matter, EPTC + cycloate at 1 + 2.5 lb/acre on loam or coarser soils with 3 to 3.5% organic matter, 1.5 + 2.5 lb/acre on loam to clay loam soils with 3.5 to 4.5% organic matter, and 2 + 2 lb/acre on clay loam or finer soils with 4% or more organic matter. These rates may need to be adjusted on certain fields or with certain incorporation tools based on individual experience. EPTC, cycloate, or EPTC + cycloate require immediate incorporation for best weed control.

Pyrazon (Pyramin) spring applied at 3.1 to 7.6 lb/acre (6 to 14.5 pt/acre) controls most broadleaf weeds. Pyrazon has been less effective on soils with more than 5% organic matter. Weed control from pyrazon generally increases as soil organic matter content decreases. Shallow incorporation generally improves weed control from pyrazon. High amounts of rainfall after application improves weed control from pryazon.

Ethofumesate (Nortron) at 3 to 3.75 lb/acre (16 to 20 pt/acre) gives good control of several broadleaf and grassy weeds, is especially effective on redroot pigweed, but is weak on yellow foxtail. Ethofumesate generally gives less sugarbeet injury than EPTC (Eptam) especially on more coarse textured, low organic matter soils. Ethofumesate may be applied preemergence but incorporation generally improved weed control in tests in North Dakota and Minnesota. Preemergence applications of ethofumesate will give good weed control when relatively large amounts of rain follow application. The exact amount of rain needed is not known but field observations indicate that at least I in. of rain is needed to give best results from preemergence ethofumesate. Coarse textured, low organic matter soils require less rain for activation than fine textured, high organic matter soils. Ethofumesate often has a residue the year following use on sugarbeets. Crops most likely to be damaged by ethofumesate residue are wheat, barley, and oats. Moldboard plowing usually eliminates carryover injury. Ethofumesate should be applied in a band to r6duce cost and reduce carryover.

Diethatyl (Antor) spring applied at 4 to 6 lb/acre (8 to 12 pt/acre) gives good to excellent control of redroot pigweed and prostrate pigweed. Diethatyl generally gives less sugarbeet injury than EPTC (Eptam) especially on coarse textured, low organic matter soils. Diethatyl may be applied preemergence but incorporation generally improved weed control in tests in North Dakota and Minnesota. Preemergence diethatyl will give good weed control if adequate rain follows application. Diethatyl needs amounts of rain similar to ethofumesate as discussed in the previous paragraph.

3. Postemergence Herbicides: Clopyralid (Stinger) at 0.09 to 0.25 lb/acre (0.25 to 0.66 pt/acre) postemergence controls several broadleaf weeds and volunteer crops. Clopyralid at 0.09 to 0.19 lb/acre is most effective when applied to common cocklebur, giant ragweed, marshelder, volunteer sunflower, wild sunflower, volunteer alfalfa, and volunteer soybeans up to the six-leaf stage, common ragweed up to the five-leaf stage and wild buckwheat in the three to five-leaf stage before vining begins. Clopyralid at 0. 19 to 0.25 lb/acre is most effective on Canada thistle in the rosette to pre-bud growth stage, but rosette application often gives better control than later application. Clopyralid must be applied to sugarbeets in the two to eight-leaf stage and at least 105 days prior to harvest. Clopyralid. is not registered for application by aircraft.

Clopyralid (Stinger) may have a herbicidally active residual in the soil following postemergence application. Wheat, barley, oats, grasses, corn and sugarbeets have good tolerance to clopyralid and can be planted any time following application. Other crops usually can be planted 12 months after treatment. Extreme conditions where topsoil remained cold or dry for extended periods after application may cause herbicidally active residual to persist for more than 12 months. In this case, small areas of lentils or peas should be planted as bioassay species prior to planting more extensive areas of lentils, peas, safflower, potatoes, alfalfa, sunflowers, edible beans, or soybeans. Time of clopyralid application during a season may influence the time of crop seeding the following year. For example, clopyralid applied June 15 would prevent seeding soybeans or edible beans until June 15 or later the following year.

Desmedipham (Betanex) and desmedipham + phenmedipham (Betamix) are posternergence herbicides for the control of annual broadleaf weeds. Sugarbeet injury occasionally occurs from desmedipham and phenmedipham. Sugarbeets with four true leaves are less susceptible to injury than smaller sugarbeets. Sugarbeets gain additional tolerance as they become larger than the four-leaf stage. Desmedipham at 0.25 to 0.5 lb/acre (1.5 to 3 pt/acre) or desmedipham plus phenmedipham at 0. 12 to 0.25 plus 0. 12 to 0.25 lb/acre (1.5 to 3 pt/acre) may be applied to sugarbeets with less than four leaves. Applications totaling 0.5 lb/acre or less should be followed by a second application in 5 to 7 days if living Weeds are present after 5 days. Split application with reduced rates has reduced sugarbeet injury and increased weed control compared to a single full dose application. Risk of sugarbeet injury is reduced by starting application in late afternoon so cooler temperatures follow application. Risk of injury is increased by factors such as recent flooding, high temperature, and a sudden change from a cool, cloudy environment to a hot, sunny environment. Sugarbeets and weeds in fields treated with a soil applied herbicide will be more susceptible to desmedipham and phenmedipham than untreated plants. Desmedipham and desmedipham plus phenmedipham vary in effectiveness on certain weed species.

Endothall (Herbicide 273) at 0.75 to 1.5 lb/acre (2 to 4 pt/acre) gives good control of wild buckwheat, and smartweed. Sugarbeets would have 4 to 6 leaves before application and should not be treated later than 40 days after emergence. Temperatures should be 60 to 80OF at application. Weed control may be poor when weeds are under even slight drought stress.

Sethoxydim (Poast) at 0.1 to 0.5 lb/acre (0.5 to 2.5 pt/acre) plus an oil additive will control annual grasses and suppress perennial grasses. An oil additive must be used for consistently good grass control. Tank mixing sethoxydim (Poast) plus oil additive with desmedipham, phenmedipham, or endothall often gives less grass control, especially of wild oats. Addition of ammonium sulfate at 2.5 lb/acre or 28% nitrogen solution at 0.5 to I gpa often will increase grass control especially when the water carrier has high levels of sodium carbonate or sodium bicarbonate. Application rates for several grass species are: 0. 1 lb/acre for wild proso millet 0.2 lb/acre for green foxtail, yellow foxtail, giant foxtail, barnyardgrass, wooly cupgrass, wild oat, or volunteer corn 0.28 lb/acre for volunteer cereals and 0.25 lb/acre plus 0.2 lb/acre on regrowth for quackgrass.

Combinations of postemergence herbicides give more broad spectrum and greater total weed control compared to individual treatments. The risk of sugarbeet injury also increases with combinations so combinations should be used with caution. Ethofumesate (Nortron) in combination with desmedipham and desmedipham + phenmedipham has given improved weed control compared to desmedipham or desmedipham + phenmedipham used alone. These combinations increase the risk of sugarbeet injury. Endothall (H-273) has been used at 0.25 to 0.5 lb/acre in combination with desme4dipham or desmedipham + phenmedipham to give improved control of wild buckwheat compared to desmedipham or desmedipham + phenmedipham alone. Clopyralid plus desmedipham plus phenmedipham have given control of wild buckwheat, eastern black nightshade, common lambsquarters, and Russian thistle superior to clopyralid alone and to desmedipham or desmedipham plus phenmedipham alone.

4. Layby Herbicides: Trifluralin at 0.75 lb/acre (1.5 pt/acre) is cleared for use on sugarbeets when the sugarbeets are 2 to 6 in. tall and well rooted. Exposed beet roots should be covered with soil before application. Emerged weeds are not controlled. Trifluralin may be applied over the tops of the sugarbeets and incorporated with a harrow, rotary hoe, or cultivator adjusted to mix the herbicide in the soil without excessive sugarbeet stand reduction. Use of trifluralin can reduce the emergence of late season weeds which often cause problems in sugarbeets. EPITC (Eptam) at 3 lb/acre (3.4 pt/acre) is cleared as a layby herbicide for sugarbeets and should be applied similarly to trifluralin. However, the greater volatility of EPTC and the greater need for thorough incorporation make EPTC less likely to be effective as a layby herbicide than trifluralin. EPTC also can be applied by metering the herbicide into irrigation water. EPTC should be applied in the first irrigation after the last cultivation of the season.


Supporting information

S1 Fig. Schematic illustration of the LTEE and evolvability study design.

(A) Twelve initially identical mi. coli populations were founded from a common ancestor to start the LTEE. These populations have evolved for >72,000 generations with daily serial transfers in a minimal medium without antibiotics. (B) In this study, antibiotic-susceptible ancestral or derived clones from generation 50,000 were inoculated into replicate cultures. A resistance mutation may arise spontaneously and increase in number during a population’s expansion, resulting in two genetic variants: the susceptible parental cells and their descendent resistant daughters. (C) These whole populations were then spread onto agar plates supplemented with 2-fold increasing concentrations of an antibiotic (shown in red). MICs of these two variants correspond to the lowest antibiotic concentration that inhibits confluent growth and that prevents even isolated colonies, respectively. Resistant clones were confirmed by streaking onto fresh plates with relevant antibiotic concentrations. LTEE, long-term evolution experiment MIC, minimum inhibitory concentration.

S2 Fig. Experimental plates.

Whole populations containing susceptible parental and resistant daughter cells were spread onto MH agar amended with 2-fold increasing concentrations of ciprofloxacin (left to right, and down). Confluent lawns of bacterial growth (plates 1–3) consist largely of drug-susceptible cells. Isolated colonies (plates 4–5) are putatively resistant mutants. Images of all experimental plates have been archived on the Dryad Digital Repository: https://datadryad.org/stash/dataset/doi:10.5061/dryad.g41hg96. MH, Mueller-Hinton.

Tabla S1. Statistical significance for changes in intrinsic resistance of the individual clones sampled at generation 50,000 of the LTEE for the four antibiotic treatments.

Analyses were performed based on a trinomial distribution, which reflects the many ties in these datasets. The reported pag-values are one-tailed, which reflects the expectation that resistance should decline under relaxed selection in the antibiotic-free LTEE environment. LTEE, long-term evolution experiment.

Tabla S2. Statistical significance for trends of diminishing-returns resistance evolvability of the individual clones sampled at generation 50,000 of the LTEE for the four antibiotic treatments.

Analyses were performed based on a trinomial distribution, which reflects the many ties in these datasets. The reported pag-values are one-tailed, which reflects the directional expectation implied by diminishing returns. LTEE, long-term evolution experiment.

Tabla S3. Bacterial strains used in this study.

All clones were derived from REL606, the ancestral strain of the LTEE. LTEE, long-term evolution experiment.


Going to the dogs: What can shy dogs teach us about longevity?

According to a new study by a Quebec research team, there are strong correlations between dog breeds' typical personalities, how long they live, and how much food they eat.

Through domestication, humans unwittingly initiated an artificial selection experiment on personality. We know that breeders selected individual dogs for reproduction based not only on physical appearance but also on specific behavioral traits -- such as activity, aggressiveness, and docility -- to shape each breed to a specific task. As a result, some breeds excel in tracking while others excel in herding, guarding, fighting, or human companionship. Other traits, such as longevity or energy expenditure, were presumably not targeted for selection. So the correlations obtained suggest that metabolism and lifespan changed as by-products of selection on personality traits. These connections between behavior, metabolism, and longevity represent greatly what is predicted by the "pace-of-life" syndrome hypothesis.

A team led by Vincent Careau, a PhD student at University of Sherbrooke, gathered data on many aspects of dog biology published in disparate fields of study such as psychology, longevity, and veterinary research. The information was well known in the respective research domains, yet they were never put together. By doing so, the authors show that obedient breeds -- on average -- live longer than disobedient breeds. They also show that aggressive breeds have higher energy expenditure. The late Don Thomas said, "It is hard to imagine how an aggressive personality could be adaptive if it lacked the energetic and metabolic machinery to back up the threats. Simply put, 100 pound weaklings don't kick sand in weight-lifters' faces and survive in nature."

This study, published in the June 2010 issue of the American Naturalist, contributes to the growing body of research revealing that personality is related to many crucial aspects of an animal's life -- such as its energy needs, growth rate, age of first reproduction, and lifespan -- and takes us a step closer to understanding the evolutionary causes and consequences of different personality types. This study hints at the existence of underlying genetic linkages between personality, metabolism, and longevity -- meaning that selection for personality traits also invokes unintentional results on energetic and life history traits.

Fuente de la historia:

Materiales proporcionados por University of Chicago Press Journals. Nota: El contenido puede editarse por estilo y longitud.


RECOMBINANT DNA: DUAL ANTIBIOTIC-RESISTANCE GENES

The teacher(s) need to prepare materials several days before the actual lab. Preparing the media for the transformation part of the lab will take longer than the regular transformation. You will be preparing four different kinds of media plates for transformation in advance of the lab. (See transformation prep instructions.)

Timing the growth of the bacteria to be used in the transformation is critical. You will need to grow the bacteria to a mid-log phase in an LB broth culture, ideally 3-4 hrs before proceeding to the Competent Cell Procedure (Day 2).

You should plan six uninterrupted class periods of 45-50 minutes each to complete the exercise. Class periods do not have to be consecutive as long as solutions can be stored in the refrigerator or freezer. A good rule to follow is after a heating, you can hold a solution overnight in the refrigerator unless otherwise indicated by the procedure.

TEACHER INFORMATION:

The process of constructing and analyzing recombinant molecules in this laboratory requires participants to follow directions carefully. The protocol has been optimized to fit into a 45- minute classroom session. The teacher should plan well ahead of the laboratory day to ensure good timing of events that are critical for successful lab results.

The starting "parent" plasmids are pAmp and pKan, each of which carries a single antibiotic-resistance gene--ampicillin resistance in pAmp and kanamycin resistance in pKan. The goal is to construct a recombinant plasmid that contains both ampicillin and kanamycin resistance genes. The transformed bacteria are selected on Luria broth agar containing both ampicillin and kanamycin antibiotics.

In Day 1 of the student lab, the plasmids pAmp and pKan are digested in separate reactions with enzymes BamHI and HindIII. Each plasmid contains a single recognition site for each enzyme, so each plasmid digest yields only two restriction fragments. The pAmp digest yields fragments of 3755 base pairs (bp) and 784 bp, while the pKan digest yields fragments of 2332 bp and 1861 bp. After the digests are complete, the reactants can be stored at -20°C for several days before proceeding to the Ligation part (Day 3) of the student lab.

In Day 3 of the student lab, the four fragments from the digests are ligated together to form recombinant molecules. It should be noted that three viable combinations of recombinant plasmids can be produced: (1) the dual resistance plasmid containing Amp/Kan genes and the two single resistance plasmids, (2) a plasmid containing the Amp gene and (3) a plasmid containing the Kan gene. The digested plasmids of pAmp and pKan are mixed together with DNA ligase, ATP, and Mg ++ and incubated at room temperature. The "sticky ends" of BamHI and HindIII fragments will complementarily realign themselves, producing three viable plasmids: pAmp/Kan, pAmp, and pKan. Ligase catalyzes the formation of covalent phosphodiester bonds that link the complementary ends into stable recombinant DNA molecules.

TEACHER PREPARATION FOR RECOMBINANT DNA TRANSFORMATION

Preparation for the DNA transformation part of this exercise should begin at least 2-3 days in advance of the laboratory period. Luria Broth (LB) and LB plates can be purchased from several supply companies either as pre-pour plates or pre-made, ready-to-use media.

The following supplies should be provided to each group of three students:

  • 1-1.5 ml microcentrifuge tube
  • 1 ml of sterile CaCl 2 labeled "CaCl 2 ." Store on ice until needed.
  • 1 aluminum foil packet containing 6 sterile toothpicks or sterile inoculating loops
  • 1 aluminum foil packet containing the glass part of 6 sterile Pasteur pipettes or sterile 5 ml graduated plastic transfer pipettes
  • 1 rubber bulb (if using glass Pasteur pipettes)
  • 1 aluminum foil packet containing 6 sterile paper clips that are large and smooth. The clips should be opened into a 90° angle and the small loop of the clip bent straight. The large looped end of the clip will act as a bacterial spreader.
  • 1 Sharpie marking pen
  • 1 glass test tube containing 2 ml of sterile Luria broth and labeled "LB"
  • 2 petri dishes containing LB agar labeled "LB No Amp/Kan" on the bottom. One will be used for the fresh bacteria culture used to make mid-log suspension.
  • 1 petri dish containing LB agar and the antibiotic ampicillin. The dish should be labeled "LB Amp" on the bottom.
  • 1 petri dish containing LB agar and the antibiotic kanamycin. The dish should be labeled "LB Kan" on the bottom.
  • 1 petri dish containing LB agar and both antibiotics ampicillin and kanamycin. The dish should be labeled "LB Amp/Kan" on the bottom.
  • 3 copies of the laboratory instructions, one for each student

The following supplies can be shared by 6 students:

  • 1 petri dish containing colonies of MM 294 E. coli (See section on Bacterial Culture Preparation, streak plating.)
  • 1 container for used materials such as toothpicks, pipette tips, etc.

The teacher should have available for the entire class:

  • 1 incubator for the petri dishes set at 37°C or less. It is difficult to maintain the temperature precisely unless a research incubator is used. Prolonged temperatures above 40°C will kill the bacteria. Temperatures lower than 37°C will result in slower growth of the bacteria, but will not kill them.
  • 1 Sharpie marking pen
  • Containers for placing tubes on ice after ligated DNA has been added, such as a Styrofoam cup or Thermos cooler
  • Containers for the 37°C, 42°C, and 65°C water baths, such as a Styrofoam cup or a second water bath set at 42°C and 65°C
  • Microcentrifuge (MicroV from Office of Biotechnology)

STERILIZATION OF SUPPLIES

1. Sterilization of packets of toothpicks, glass pipettes (if appropriate), and paper clips can be accomplished by wrapping each item in aluminum foil, labeling the contents with a marking pen, and

The pressure cooker and autoclave should be at the desired pressure for the 15 minute period. After the packets have cooled, they should be stored unopened at room temperature. The students should be instructed when opening the packets to touch only that part of the object that will not come in contact with the solutions or petri dishes.

2. Sterilization of the 1.5 ml microcentrifuge tubes can be accomplished by wrapping in aluminum foil all of the tubes needed by the teacher to prepare the supplies for the students. The tubes can be:

3. Calcium chloride. Dissolve 0.75 g of CaCl 2 in 50 ml of distilled water in a labeled 100-ml glass bottle with a cap. Twist the cap snug and place it in:

Allow the bottle to cool until it is comfortable to hold, cap it tightly, and store in a refrigerator until used.

4. Ampicillin solution. Make the 5% solution by adding 1 ml of sterile, cool distilled water to the 0.05 g of ampicillin salt provided by the ISU Office of Biotechnology. For each 100 ml of LB Amp agar to be prepared, add 2 drops of ampicillin solution. If you use a commercially prepared 1% solution of ampicillin, add 1 ml of ampicillin solution to each 100 ml of LB Amp agar.

The water can be sterilized by placing it in a glass bottle that is not more than half full, putting the cap on snug, and using methods a, b, or c described in Step 3 for the calcium chloride. The sterile water should be stored in the refrigerator until it is used to make the ampicillin solution. The ampicillin solution should not be prepared and stored in advance for an extended period. The solution should be prepared and put in the refrigerator immediately after the agar plate solutions (Item 7) are prepared.

5. Kanamycin solution. Repeat step 4 using kanamycin antibiotic instead of ampicillin.

6. Luria broth (LB) solution. Calculate the amount of nutrient broth that will be supplied to the students and add extra for spillage and other factors. Weigh 25 mg of LB premix /ml (25g/liter) of distilled water into a bottle and label it. Add the appropriate volume of distilled water to the bottle. Microwave the solution to make sure all the LB is dissolved.

Prepare one glass test tube of LB for each group. Place 2 ml of the LB into the glass test tubes, tighten the caps, and place them in an appropriate rack in boiling water for 30 minutes to sterilize them. After the 30 minute-period, remove the tube rack from the boiling water and let the tubes cool. Unused broth can be reboiled and stored in the refrigerator for future use.

MAKING LB PLATES

7. If using the boiling water bath method (3a), it is best to dissolve the agar and nutrient broth powders by heating the suspension in a microwave before sterilizing the solution. To dissolve the agar mixture, put on a heat-resistant glove. With the cap loose, microwave the suspension until it boils, swirl the bottle(s), and alternate boiling and swirling until there are no visible solids. Then place the bottle in a boiling water bath and sterilize according to Item 3a.

After sterilizing the agars mixture, the bottle(s) should be swirled to mix the solution and cooled at room temperature to 55° C, at which point the bottle(s) can be held without an insulated glove. The petri dishes labeled "LB No Amp/Kan" should be poured immediately. The bottom of the dish should be covered with the agar. Agar begins to solidify at about 45° C. Therefore, it is important to pour the plates as rapidly as possible. If the "LB No Amp/Kan" agar does solidify, it can be reboiled and used again. Rinse the bottle with a large amount of tap water immediately after use so that the agar does not solidify in the bottle or in the sink.

LB agars that contain antibiotics should be prepared and poured when the temperature reaches 55°C. Add the antibiotic and pour immediately into the plates.

Luria Broth Agar plates: You will make four types of agar plates, (1) without ampicillin or kanamycin "LB No Amp/Kan," (2) with ampicillin, "LB Amp," (3) with kanamycin "LB Kan," and (4) with both ampicillin and kanamycin "LB Amp/Kan." For each plate, 25 ml of agar solution will be required. Label each plate on the underside, not the lid, before it is poured.

LB No Amp/Kan plates: Prepare two "LB No Amp/Kan" plates for each group of 3 students. One will be used for a starter culture, the other as a control for the lab. It is best to prepare a few extra plates for the entire class in case contamination occurs in one or more of them. Place the required volume of distilled water in one or more glass bottles with caps. The bottles should not be more than half full. Add 25 mg of LB premix and 15 mg of agar /ml (25 g of LB and 15 g of agar per liter) of distilled water. With the caps loose, sterilize the solution by one of the methods described for the calcium chloride (Step 3a, b, or c).

"LB Amp" plates: Prepare 1 "LB Amp" plate for each group of 3 students. Follow the same procedure as for the " LB No Amp" plates until the agar has cooled to 55° C. Add 2 drops of the ampicillin solution (Step 4) per 100 ml of solution, swirl to mix, and pour immediately into the plates labeled "LB Amp". If the agar solidifies, it cannot be reheated because the ampicillin will be destroyed above 60° C.

"LB Kan" plates: Prepare 1 "LB Kan" plate for each group of 3 students. Follow the same procedure as for the "LB Amp" plates.

"LB Amp/Kan" plates: Prepare 1 "LB Amp/Kan" plate for each group of 3 students. The procedure is the same as for the "LB Amp" and "LB Kan" plates, except to the agar you will add 2 drops of ampicillin and 2 drops of kanamycin solution per 100 ml of LB agar.

Allow the "LB No Amp/Kan," "LB Amp," "LB Kan," and "LB Amp/Kan" plates to harden and dry overnight, and then turn the dishes upside down (lid down, agar up). If they are to be kept for more than 2 days, parafilm the dishes or place them in a plastic bag, and store them upside down in a refrigerator. The plates can be kept refrigerated for a month.

Note: People differ in their sensitivity to temperature and a teacher may prefer to measure the temperature of the agar to determine when 55° C is reached, particularly for the solution to which ampicillin is added. It is not possible to put a thermometer into the heated agar solution because it will become contaminated. There are two alternatives that can be used.

(A) The bottle of agar can be put into a container with the same volume of cool tap water as the volume of the medium inside the bottle. When the temperature of the tap water reaches 55° C, the contents inside the bottle should be at a similar temperature.

(B) The bottle of agar can be put into a hot water bath at 55° C and allowed to stand for 30 minutes.

BACTERIAL CULTURE PREPARATION:

Streak Plating:
One day before Competent Cell procedure (Day 2 of the student lab), the teacher should prepare a streak plate of E.coli bacteria to be used for transformation. Use a sterilized transfer loop, a paper clip bent into a loop and sterilized, or a sterilized toothpick. Use the device to touch a colony of bacteria from a petri dish or test tube. Spread the bacteria on the plate in a zig-zag pattern to obtain individual colonies as the concentration of bacteria on the transfer device becomes less. The best results can be achieved by streaking an LB plate with bacteria and incubating at 37°C overnight before doing a mid-log suspension procedure.

Mid-Log Suspension:
Ideally, the mid-log suspension should be prepared 3-4 hours before class on Day 2. Alternatives that yield less than ideal results are: 1) growing bacteria to mid-log (3-4 hours of incubation) and then placing them in the refrigerator until the next day, or 2) letting the bacteria incubate on the countertop over night and then placing them in an incubator for a hour or two before use. If the students cannot be there after incubation, the teacher can perform the calcium chloride treatment and let it sit on ice overnight.

___ Materials for Iowa teachers are supplied by The Office of Biotechnology, Iowa State University or teachers can order individual supplies from a scientific supply company.

PRE-LAB PREPARATIONS:

Supplies are for each group of three students.

DAY 1-Plasmid Digests

  • 5.5 µl of 0.20 µg/µl pAmp in a tube marked "pAmp" (store on ice)
  • 5.5 µl of 0.20 µg /µl pKan in a tube marked "pKan" (store on ice)
  • 20 µl of 2X restriction buffer in a tube labeled "2X RB" - mix 20 µl of 10X restriction
  • buffer with 80 µl of distilled water
  • 6.0 µl of BamHI/HindIII enzymes in a tube labeled "B/H" - mix 3 µl of BamHI with 3 µl of HindIII in a 1.5 ml tube and store on ice

2. Adjust water bath to 37°C.

3. Prepare a streak culture plate of MM294 E. coli .

DAY 2- Mid-Log Bacterial Culture

  • MM294 bacteria
  • 1- 50 ml Conial tube
  • Luria broth
  • 1- sterile inoculating loop, bent paper clip or toothpick
  • 37°C water bath, shaking if possible, or incubator
  • 2 sterile pipettes (glass or plastic)

1. Label a sterile 50 ml Conial tube with your name and date.

2. Do a sterile transfer of one pipette full of LB broth into the Conial tube.

3. Locate a well-formed colony from your plate of bacteria. Use a sterile inoculating loop, bent paper clip, or toothpick to scrape up the colony and transfer it to the LB broth in the tube.

4. Incubate the tube for 3-4 hours at 37°C. Incubate 3 hours in a shaking water bath or 4 hours in the incubator with occasional shaking by hand. For best results, shake the tube a couple of times an hour when possible.

DAY 3- Ligation

For each group of three students aliquot:

  • 5 µl of 10X ligation buffer/ATP labeled "10X LB/ATP"
  • 2 µl T4 DNA ligase labeled "T4 Lig"
  • 15 µl distilled water labeled "DW"
  • 1 - 1.5 ml tube
  • 1-20 µl micropipettor and tips
  • gloves (optional)
  • permanent marker
  • 65°C water bath
  • test tube racks
  • 1- 1.5 ml tube with 2 drops of sterile calcium chloride (on ice) labeled "CaCl2
  • Starter plate of bacteria (prepared on Day 1 of lab)

STUDENT LAB

DAY 1--PLASMID DIGESTS

  • 1 tube of "pAmp"
  • 1 tube of "pKan"
  • 1 tube of BamHI/HindIII labeled "B/H"
  • 1 tube of 2X restriction buffer labeled "2X RB"
  • 2-20 µl micropipettor and tips
  • gloves (optional)
  • permanent marker
  • 37°C water bath
  • test tube racks
  • 1 LB agar plate
  • MM294 E. coli bacteria

1. Obtain labeled 1.5 ml reaction tube containing "pAmp" and "pKan"

2. Use the matrix below as a checklist while adding reagents to each tube. Use a fresh pipette tip for each reagent. Add all reagents directly to the solution.
NOTE: The buffer is always added before the enzymes.

Tube 2X Buffer BamHI/HindIII
pAmp
(5.5 µl)
7.5 µl 2 µl
pKan
(5.5 µl)
7.5 µl 2 µl

3. Place the reaction tubes in a 37°C water bath and incubate for 30 minutes or longer.

4. After incubation, freeze the reaction at -20°C until you are ready to proceed to Ligation (Day 3).

DAY 2--COMPETENT CELL PROCEDURE

NOTE: The mid-log culture should be prepared 3-4 hours before class.

The following supplies can be shared by groups of three students.

  • Mid-log culture
  • 1 ml Calcium Chloride "CaCl 2 "
  • 1-sterile 1.5 ml tube
  • 3-sterile pipettes-glass or plastic
  • Microcentrifuge (MicroV) or clinical centrifuge

1. From the Mid-Log suspension add 1 ml of culture to a 1.5 ml tube and microcentrifuge (MicroV microcentrifuge) at 10,000 RPM for 2 minutes. For centrifuges that spin at a slower RPM, you can adjust the time you spin the tube. The slower the RPM, the longer you should spin the tubes. Example: 10 minutes at 4000 RPM.

2. Sterilely drain off the LB broth, leaving a visible pellet of bacteria in the tube.

3. Use a sterile plastic pipette to transfer 0.5 ml (10 drops) of calcium chloride to the tube.

4. Resuspend the pelleted cell by vigorously vortexing the tube with your fingers.

5. Place on ice for 20 minutes.

6. Microcentrifuge the tube at 10,000 RPM for 2 minutes.

7. Sterilely drain off the calcium chloride, being careful not to disturb the cell pellet.

8. Sterilely add 2 drops of fresh calcium chloride and finger vortex to resuspend.

9. Place cells on ice in the refrigerator (approx. 0°C) and store until you are ready to use them. NO CONGELAR. Holding the cell at 0°C for 24 hours increases the cell competency. Cells can be held on "wet ice" for several days while you make the recombinant constructs.

DAY 3--LIGATION

  • 1 tube digested pAmp
  • 1 tube digested pKan
  • 1 tube 10X ligation buffer/ATP labeled "10X LB/ATP"
  • 1 tube T4 DNA ligase labeled "T4 Lig"
  • 1 tube distilled water
  • 1 tube 1.5 ml tube
  • 2-20 µl micropipettor and tips
  • gloves (optional)
  • permanent marker
  • 65°C water bath
  • test tube racks

1. Place the tubes marked "pAmp" and "pKan" in a 65°C water bath for 10 minutes.

2. Label a clean 1.5 ml tube "Lig" for ligation reaction.

3. Use the matrix below as a checklist while adding reagents to the ligation reaction. Make sure to add the reactants in the order listed from left to right. Add all reagents directly into the solution. Use a fresh pipette tip for each reagent.

4. Incubate the reaction at room temperature for 24 hours.
IMPORTANT: Make sure you do not throw away the tube marked "Lig" when you dispose of your other reagent tubes.

5. If necessary, the ligation can be stored at -20°C after incubation. Thaw the reaction before proceeding to transformation. For the best results, the transformation should take place immediately after incubation (the next day). Timing the events in the lab is very important.

6. Proceed to the Recombinant Transformation (Day 4) of the lab when your teacher instructs you to do so.

DAY 4--RECOMBINANT TRANSFORMATION

  • 1 "LB No Amp/Kan" agar plate
  • 1 "LB Amp/Kan" agar plate
  • 1 "LB Amp" agar plate
  • 1 "LB Kan" agar plate
  • Caldo LB
  • 37°C incubator
  • Spreader- bent paper clips
  • 5 sterile transfer pipettes- Pasteur or polypropylene
  • 2 - 20 µl micropipettors and tips
  • 1.5 ml tube of competent cells
  • Ligation solution "Lig"

1. Finger flick tube to resuspend cells.

2. Open the tube labeled "CaCl 2 " and add 20 µl of the ligation "Lig" directly to solution using a micropipettor and sterile tip. Close the tube.

3. Place the tube on ice for 15 minutes.

4. Remove the tube from the ice and immediately hold it in a 42°C water bath for 90 seconds. Place the tube directly back on ice for 1 minute. (The marked temperature change causes the cells to readily absorb the plasmid DNA) .

5. Use a sterile pipette to add 10 drops of sterile LB nutrient broth to the tube. Close the tube. Mix by tipping the tube and inverting it gently. (The bacteria are provided nutrients to help them recover from the calcium chloride and heat shock treatments).

6. If time permits, incubate the mixture for 3-4 hours at 37°C. The teacher can remove the tube from the incubator and hold at room temperature overnight. The alternative is to continue to incubate the mixture overnight.

DAY 5--RECOMBINANT TRANSFORMATION PLATING

1. Label the underside of the four petri dishes with your name and date.

2. Use a fresh sterile pipette and draw all the cell suspension from the "CaCl 2 " tube, into the pipette. Place 3 drops of cell suspension onto the center of a petri dish labeled "LB Amp/Kan," 3 drops to the center of a dish labeled "LB Amp," 3 drops of cell suspension to the center of a dish labeled "LB Kan," and 3 drops of cell suspension to the center of a dish labeled "LB." Use a fresh sterile paper clip to spread the liquid evenly across the surface of each plate. Do not touch the part of the paper clip that comes in contact with the agar.

3. Incubate the plates agar down for 2 hours and then invert (agar up) until the next day at 37° C.

DAY 6--RECOMBINANT TRANSFORMATION RESULTS

1. Observe and record your results according to your teacher's direction.

2. The plates can then be sealed with parafilm and stored in the refrigerator for later observations.



Tube
Digested
pAmp
Digested
pKan

Agua
10X Ligation
Buffer/ATP

DNA Ligase