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2.4B: El cromosoma y nucleoide bacterianos - Biología

2.4B: El cromosoma y nucleoide bacterianos - Biología


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Objetivos de aprendizaje

  1. Definir genoma.
  2. Describe la composición del cromosoma bacteriano.
  3. Nombra las enzimas que permiten que el ADN bacteriano se vuelva circular, superenrollado y se desenrolle durante la replicación del ADN.
  4. Describe brevemente el proceso de replicación del ADN.
  5. Indique la función de las siguientes enzimas en la replicación del ADN bacteriano:
    1. ADN polimerasa III
    2. ADN polimerasa II
    3. Helicasa de ADN
    4. primase
    5. ADN ligasa
  6. Indique la función del ADN.
  7. En términos de síntesis de proteínas, describa brevemente el proceso de transcripción y traducción.
  8. Indique brevemente cómo los siguientes agentes quimioterapéuticos antibacterianos afectan a las bacterias:
    1. fluoroquinolonas (norfloxacina, lomefloxacina, fleroxacina, ciprofloxacina, enoxacina, trovafloxacina, etc.)
    2. trimetoprima y sulfametoxazol

Ahora veremos el cromosoma bacteriano ubicado en la región nuclear llamada nucleoide.

A. Estructura y composición del cromosoma bacteriano

El término genoma se refiere a la suma del material genético de un organismo. El genoma bacteriano está compuesto por una sola molécula de ácido desoxirribonucleico cromosómico o ADN y está ubicado en una región del citoplasma bacteriano visible cuando se observa con un microscopio electrónico llamado nucleoide. A diferencia del núcleo eucariota, el nucleoide bacteriano no tiene membrana nuclear ni nucleolos.

En general, se cree que durante la replicación del ADN, cada hebra del ADN bacteriano en replicación se adhiere a proteínas en lo que se convertirá en el plano de división celular. Por ejemplo, las proteínas Par funcionan para separar los cromosomas bacterianos de los polos opuestos de la célula durante la división celular. Se unen al origen de replicación del ADN y separan o separan físicamente los cromosomas, similar al aparato mitótico de las células eucariotas (Figura ( PageIndex {1} )).

En el centro de la bacteria, un grupo de proteínas llamadas proteínas Fts (filamentosas sensibles a la temperatura) interactúan para formar un anillo en el plano de división celular. Estas proteínas forman el aparato de división celular conocido como divisoma y están directamente involucradas en la división celular bacteriana por fisión binaria. El divisoma es responsable de dirigir la síntesis de nueva membrana citoplásmica y nuevo peptidoglicano para formar el tabique de división.

Dado que las bacterias son haploides, es decir, tienen un solo cromosoma y solo se reproducen asexualmente, tampoco hay meiosis en las bacterias.

El cromosoma bacteriano es una sola molécula larga de ADN superenrollado, helicoidal y de doble hebra. En la mayoría de las bacterias, los dos extremos del ADN de doble hebra se unen covalentemente para formar un círculo físico y genético. El cromosoma tiene generalmente alrededor de 1000 µm de largo y con frecuencia contiene hasta 3500 genes (Figura ( PageIndex {2} )). mi. coli, una bacteria que mide 2-3 µm de longitud, tiene un cromosoma de aproximadamente 1400 µm de longitud.

Para permitir que una macromolécula de este tamaño encaje dentro de la bacteria, las proteínas similares a las histonas se unen al ADN, segregando la molécula de ADN en alrededor de 50 dominios cromosómicos y haciéndola más compacta. Una enzima de ADN topoisomerasa llamada ADN girasa luego supera cada dominio alrededor de sí mismo, formando una masa compacta de ADN de aproximadamente 0,2 µm de diámetro. En bacterias en crecimiento activo, las proyecciones del nucleoide se extienden hacia el citoplasma. Es de suponer que estas proyecciones contienen ADN que se transcribe en ARNm. topoisomerasas.

Las ADN topoisomerasas son, por lo tanto, esenciales en el desenrollado, replicación y rebobinado del ADN bacteriano circular superenrollado. Para que la molécula larga de ADN encaje dentro de la bacteria, el ADN debe estar superenrollado. Sin embargo, este ADN superenrollado debe desenrollarse y relajarse para que la ADN polimerasa se una para la replicación del ADN y la ARN polimerasa se una para la transcripción del ADN. Por ejemplo, una topoisomerasa llamada ADN girasa cataliza el superenrollamiento negativo del ADN circular que se encuentra en las bacterias. La topoisomerasa IV, por otro lado, participa en la relajación del ADN circular superenrollado, lo que permite la separación de los cromosomas hijos entrelazados al final de la replicación del ADN bacteriano.

B. Replicación del ADN en bacterias

En general, el ADN se replica al desenrollar la hélice, la separación de las hebras al romper los enlaces de hidrógeno entre las hebras complementarias y la síntesis de dos nuevas hebras mediante el apareamiento de bases complementarias. La replicación comienza en un sitio específico del ADN llamado origen de replicación (o yoC).

La replicación del ADN es bidireccional desde el origen de la replicación. Para comenzar la replicación del ADN, las enzimas de desenrollado llamadas helicasas de ADN hacen que segmentos cortos de las dos hebras de ADN parentales se desenrollen y se separen entre sí en el origen de la replicación para formar dos horquillas de replicación en forma de "Y". Estas horquillas de replicación son el sitio real de la copia de ADN (Figura ( PageIndex {3} )). Todas las proteínas involucradas en la replicación del ADN se agregan en las horquillas de replicación para formar un complejo de replicación llamado replisoma (Figura ( PageIndex {4} )).

Las proteínas de unión de una sola hebra se unen a las regiones de una sola hebra para que las dos hebras no se vuelvan a unir. El desenrollado de la hélice de doble hebra genera superenrollamientos positivos antes de la bifurcación de replicación. Enzimas llamadas topoisomerasas contrarrestar esto produciendo roturas en el ADN y luego volver a unirlas para formar superenrollamientos negativos con el fin de aliviar este estrés en la molécula helicoidal durante la replicación.

A medida que las hebras continúan desenrollándose y separándose en ambas direcciones alrededor de la molécula de ADN completa, se producen nuevas hebras complementarias mediante el enlace de hidrógeno de los nucleótidos de ADN libres con los de cada hebra parental. A medida que los nuevos nucleótidos se alinean frente a cada hebra parental mediante enlaces de hidrógeno, las enzimas llamadas ADN polimerasas se unen a los nucleótidos mediante enlaces fosfodiéster. En realidad, los nucleótidos que se alinean por apareamiento de bases complementarias son desoxinucleótidos trifosfatos, compuestos por una base nitrogenada, desoxirribosa y tres fosfatos. A medida que se forma el enlace fosfodiéster entre el grupo fosfato 5 'del nuevo nucleótido y el 3' OH del último nucleótido en la cadena de ADN, dos de los fosfatos se eliminan proporcionando energía para la unión (ver Figura ( PageIndex {6} )). Al final, cada hebra parental sirve como plantilla para sintetizar una copia complementaria de sí misma, lo que da como resultado la formación de dos moléculas de ADN idénticas (ver Figura ( PageIndex {7} )). En las bacterias, las proteínas Par funcionan para separar los cromosomas bacterianos en los polos opuestos de la célula durante la división celular. Se unen al origen de la replicación del ADN y separan o separan físicamente los cromosomas, de forma similar al aparato mitótico de las células eucariotas. Las proteínas Fts, como FtsK en el divisoma, también ayudan a separar el cromosoma bacteriano replicado.

Animación GIF que ilustra la replicación del ADN mediante el emparejamiento de bases complementarias

En realidad, la replicación del ADN es más complicada que esto debido a la naturaleza de las ADN polimerasas. Las enzimas ADN polimerasa solo pueden unir el grupo fosfato en el carbono 5 'de un nuevo nucleótido al grupo hidroxilo (OH) del carbono 3' de un nucleótido que ya está en la cadena. Como resultado, el ADN solo se puede sintetizar en una dirección de 5 'a 3' mientras se copia una hebra madre que se ejecuta en una dirección de 3 'a 5'.

Cada hebra de ADN tiene dos extremos. El extremo 5 'del ADN es el que tiene el grupo fosfato terminal en el carbono 5' de la desoxirribosa; el extremo 3 'es el que tiene un grupo hidroxilo (OH) terminal en la desoxirribosa del carbono 3' de la desoxirribosa (ver Figura ( PageIndex {8} )). Las dos hebras son antiparalelas, es decir, corren en direcciones opuestas. Por lo tanto, una hebra padre, la que va de 3 'a 5' y se llama hebra principal, se puede copiar directamente en toda su longitud (consulte la Figura ( PageIndex {9} )). Sin embargo, la otra hebra parental, la que va de 5 'a 3' y llamada hebra rezagada, debe copiarse de forma discontinua en fragmentos cortos (fragmentos de Okazaki) de alrededor de 100-1000 nucleótidos cada uno a medida que el ADN se desenrolla. Esto ocurre, como se mencionó anteriormente, en el replisome. La hebra de ADN rezagada forma un bucle desde la hebra principal y esto permite que el replisoma se mueva a lo largo de ambas hebras tirando del ADN a medida que se produce la replicación. Es el ADN real, no la ADN polimerasa, lo que se mueve durante la replicación del ADN bacteriano (ver Figura ( PageIndex {5} )).

Además, las enzimas ADN polimerasa no pueden comenzar una nueva cadena de ADN desde cero. Solo pueden unir nuevos nucleótidos al grupo 3 'OH de un nucleótido en una hebra preexistente. Por lo tanto, para iniciar la síntesis de la cadena principal y cada fragmento de ADN de la cadena rezagada, se requiere un complejo de ARN polimerasa llamado primasa. La primasa, que es capaz de unir nucleótidos de ARN sin requerir una hebra preexistente de ácido nucleico, primero agrega varios nucleótidos de ARN complementarios opuestos a los nucleótidos de ADN en la hebra original. Esto forma lo que se llama un cebador de ARN (consulte la Figura ( PageIndex {10} )).

Luego, la ADN polimerasa III reemplaza a la primasa y puede agregar nucleótidos de ADN al cebador de ARN (consulte la Figura ( PageIndex {11} )). Más tarde, la ADN polimerasa II digiere el cebador de ARN y reemplaza los nucleótidos de ARN del cebador con los nucleótidos de ADN adecuados para llenar el espacio (ver Figura ( PageIndex {12} )). Por último, los propios fragmentos de ADN están unidos por la enzima ADN ligasa (consulte la Figura ( PageIndex {9} )). Sin embargo, incluso con este complicado procedimiento, una macromolécula de 1000 micrómetros de largo de ADN superenrollado y compactado puede hacer una copia exacta de sí misma en solo unos 10 minutos en condiciones óptimas, insertando nucleótidos a una velocidad de aproximadamente 1000 nucleótidos por segundo.

Película de YouTube que ilustra la replicación del ADN en células procariotas, n. ° 1.

Película de YouTube que ilustra la replicación del ADN en células procariotas, n. ° 2.

Animación GIF que ilustra la replicación de hebras de ADN principales y rezagadas


Animación de la replicación del ADN.

Cortesía de Biointeractive del HHMI.

Para obtener más información: Revisión de la replicación del ADN procariótico de la Unidad 7

C. Funciones del cromosoma bacteriano

El cromosoma es el material genético de la bacteria. Los genes ubicados a lo largo del ADN se transcriben en moléculas de ARN, principalmente ARN mensajero (ARNm), ARN de transferencia (ARNt y ARN ribosómico (ARNr). Luego, el ARN mensajero se traduce en proteína en los ribosomas.

  • Transcripción: El ácido ribonucleico (ARN) se sintetiza mediante el emparejamiento de bases complementarias de ribonucleótidos con desoxirribonucleótidos para hacer coincidir una porción de una hebra de ADN llamada gen. Aunque los genes están presentes en ambas cadenas de ADN, solo se transcribe una cadena para cualquier gen dado. Después de la transcripción de genes en ARNm, las subunidades ribosómicas 30S y 50S se unen al ARNm y el ARNt inserta los aminoácidos correctos que posteriormente se unen para formar un polipéptido o una proteína mediante un proceso llamado traducción.
  • Traducción: Durante la traducción, moléculas de ARNt específicas recogen aminoácidos específicos, transfieren esos aminoácidos a los ribosomas y los insertan en su lugar adecuado de acuerdo con el "mensaje" de ARNm. Esto se realiza mediante el emparejamiento de bases complementarias de las moléculas de ARNt con los codones a lo largo del ARNm.

Entonces, en general, el ADN determina qué proteínas y enzimas puede sintetizar un organismo y, por tanto, qué reacciones químicas es capaz de realizar.

D. El epigenoma bacteriano

El epigenoma se refiere a una variedad de compuestos químicos que modifican el genoma típicamente agregando un metilo (CH3) a la base de nucleótidos adenina en ubicaciones específicas a lo largo de la molécula de ADN. Esta metilación puede, a su vez, reprimir o activar la transcripción de genes específicos. Básicamente, al activar o desactivar los genes, el epigenoma permite que el genoma bacteriano interactúe y responda al entorno de la bacteria. El epigenoma se puede heredar al igual que el genoma.

Todas las células, incluidas las humanas, poseen un epigenoma. Así como el epigenoma bacteriano puede afectar el genoma bacteriano, las bacterias pueden afectar nuestro epigenoma y posteriormente modificar la función de nuestro genoma provocando la metilación del ADN de los nucleótidos o modificando nuestras proteínas histonas. La modificación resultante puede ayudar a activar varios genes implicados en las defensas inmunitarias o, en el caso de algunos patógenos, suprimir los genes de respuesta inmunitaria.

E. Importancia del cromosoma para la iniciación de la defensa corporal

Para protegerse contra la infección, una de las cosas que el cuerpo debe hacer inicialmente es detectar la presencia de microorganismos. El cuerpo hace esto reconociendo moléculas exclusivas de los microorganismos que no están asociados con las células humanas. Estas moléculas únicas se denominan patrones moleculares asociados a patógenos o PAMPS. (Debido a que todos los microbios, no solo los microbios patógenos, poseen PAMP, los patrones moleculares asociados a patógenos a veces se denominan patrones moleculares asociados a microbios o MAMP).

Los genomas bacterianos y virales contienen una alta frecuencia de secuencias de dinucleótidos de citosina-guanina (CpG) no metiladas (una citosina que carece de metilo o CH3 grupo y ubicado adyacente a una guanina). El ADN de los mamíferos tiene una baja frecuencia de dinucleótidos de citosina-guanina y la mayoría están metilados. Estas secuencias de dinucleótidos de citosina-guanina no metiladas en el ADN bacteriano son PAMPS que se unen a receptores de reconocimiento de patrones en una variedad de células de defensa del cuerpo y desencadenan defensas inmunes innatas como inflamación, fiebre y fagocitosis.

F. Agentes antimicrobianos que inhiben la replicación normal de ácidos nucleicos en bacterias

Algunos quimioterapéuticos antibacterianos afectan a las bacterias al inhibir la replicación normal del ácido nucleico.

  • Las fluoroquinolonas (norfloxacina, lomefloxacina, fleroxacina, ciprofloxacina, enoxacina, trovafloxacina, etc.) actúan inhibiendo una o más de las topoisomerasas, las enzimas necesarias para la síntesis de ácidos nucleicos bacterianos.
  • El cotrimoxazol, una combinación de sulfametoxazol y trimetoprima, bloquea las enzimas en la vía de las bacterias necesarias para la síntesis de ácido tetrahidrofólico, un cofactor necesario para que las bacterias produzcan las bases de nucleótidos timina, guanina, uracilo y adenina. Sin el ácido tetrahidrofólico, las bacterias no pueden sintetizar ADN o ARN.

La quimioterapia antimicrobiana se discutirá con mayor detalle más adelante en la Unidad 2 bajo Control de bacterias mediante el uso de antibióticos y desinfectantes.

Ejercicio: Preguntas Think-Pair-Share

Como estamos aprendiendo, los patrones moleculares asociados a patógenos (PAMP) son moléculas microbianas que comparten muchos microbios, pero que no se encuentran como parte del cuerpo humano y son capaces de iniciar respuestas inmunes innatas. Los ejemplos hasta ahora incluyen fragmentos de peptidoglicano, lipopolisacárido en la pared celular gramnegativa y ácidos lipoteicoicos en la pared celular grampositiva, moléculas de las que carecen las células humanas. Los genomas bacterianos y virales también actúan como PAMP.

Nuestras células también tienen ADN y ARN. ¿Cómo pueden los genomas bacterianos y virales iniciar la inmunidad innata cuando nuestros genomas no lo hacen?

Resumen

  1. El genoma es la suma del material genético de un organismo.
  2. Las bacterias contienen un solo cromosoma de ácido desoxirribonucleico (ADN) bicatenario.
  3. La región del citoplasma bacteriano donde se encuentra el cromosoma y es visible cuando se observa con un microscopio electrónico llamado nucleoide.
  4. El cromosoma bacteriano es típicamente un círculo físico y genético, se vuelve superenrollado y no está rodeado por una membrana nuclear.
  5. Las bacterias no realizan mitosis ni meiosis.
  6. Las enzimas de ADN topoisomerasa se utilizan para superar y relajar el cromosoma bacteriano durante la replicación y transcripción del ADN.
  7. Al igual que el ADN eucariótico, el ADN procariótico se replica mediante el desenrollamiento secuencial de las dos hebras parentales de ADN y el emparejamiento de bases complementarias subsiguiente de nucleótidos de ADN con cada hebra parental.
  8. Durante la replicación del ADN, la base nitrogenada adenina forma enlaces de hidrógeno con timina y la guanina forma enlaces de hidrógeno con citosina.
  9. Los genes ubicados a lo largo del ADN se transcriben en moléculas de ARN, principalmente ARN mensajero (ARNm), ARN de transferencia (ARNt) y ARN ribosómico (ARNr). Luego, el ARN mensajero se traduce en proteína en los ribosomas.
  10. Durante la transcripción, el ácido ribonucleico (ARN) se sintetiza mediante el emparejamiento de bases complementarias de ribonucleótidos con desoxirribonucleótidos para hacer coincidir una porción de una hebra de ADN llamada gen.
  11. Durante la traducción, moléculas de ARNt específicas recogen aminoácidos específicos, transfieren esos aminoácidos a los ribosomas y los insertan en su lugar adecuado de acuerdo con el "mensaje" de ARNm.
  12. Los genomas bacterianos y virales actúan como PAMP para estimular la inmunidad innata.
  13. Algunos agentes quimioterapéuticos antibacterianos inhiben la replicación normal del ácido nucleico en bacterias.

Preguntas

Estudie el material de esta sección y luego escriba las respuestas a estas preguntas. No se limite a hacer clic en las respuestas y escribirlas. Esto no pondrá a prueba su comprensión de este tutorial.

  1. La suma del material genético de un organismo se llama su____________. (ans)
  2. Enzimas bacterianas involucradas en el desenrollado, replicación y rebobinado del ADN bacteriano circular superenrollado llamado ______________. (ans)
  3. Describe la composición general del cromosoma en la mayoría de las bacterias. (ans)
  4. Describe brevemente el proceso de replicación del ADN. (ans)
  5. Indique qué enzima realiza las siguientes funciones durante la replicación del ADN.
    1. Desenrolla el ADN helicoidal rompiendo los enlaces de hidrógeno entre bases complementarias. (ans)
    2. Sintetiza un cebador de ARN corto al comienzo de cada origen de replicación. (ans)
    3. Agrega nucleótidos de ADN al cebador de ARN. (ans)
    4. Digesta el cebador de ARN y reemplaza los nucleótidos de ARN del cebador con los nucleótidos de ADN adecuados. (ans)
    5. Une los fragmentos de ADN de la hebra rezagada. (ans)
  6. Indique la función general del ADN. (ans)
  7. Definir transcripción. (ans)
  8. Definir traducción. (ans)
  9. Ciprofloxacina (Cipro) se usa para tratar una variedad de infecciones bacterianas. ¿Cómo detiene el crecimiento de bacterias? (ans)
  10. Opción multiple (ans)

Replicación, mantenimiento y organización de nucleoides del mtDNA

Mara Doimo,. Sjoerd Wanrooij, en El genoma mitocondrial humano, 2020

1.4.3 Localización de nucleoides

Los nucleoides no se distribuyen aleatoriamente en la matriz mitocondrial, pero al menos una subpoblación interactúa con el MIM [193]. La primera evidencia de esta interacción se remonta a la década de 1960, cuando, con el uso de técnicas de microscopía electrónica, se informó de la asociación de una gran parte de las moléculas de ADNmt con membranas mitocondriales [200]. Esto recuerda la organización del cromosoma bacteriano [239]. En las células HeLa, esta asociación se produjo a través de una región cercana a OH [183]. La localización precisa de los nucleoides dentro de la matriz mitocondrial recibió recientemente una atención renovada, cuando las imágenes de superresolución permitieron la detección de nucleoides en las proximidades del MIM, a menudo cerca de las crestas mitocondriales o envueltas alrededor de una estructura similar a las crestas [198].

Solo un subconjunto de nucleoides contiene los factores de replicación del mtDNA mtSSB y Twinkle y, por lo tanto, se puede considerar que se replica activamente. Además, Twinkle se organiza en focos y se localiza en el MIM incluso en células desprovistas de ADNmt (células ρ 0). Juntos, estos hallazgos sugieren que el subconjunto de nucleoides que se replican activamente está asociado con la membrana [193]. Curiosamente, Twinkle se encuentra en áreas del MIM enriquecidas en colesterol que están asociadas con uniones mitocondriales del retículo endoplásmico (RE) [231]. De manera similar, los nucleoides que se replican activamente en S. cerevisiae están conectados al ER a través del complejo ERMES (estructura de encuentro ER-mitocondria) específico de levadura [240,241]. La distribución del colesterol en el MIM, así como la de los nucleoides unidos a la membrana, está regulada por ATAD3, lo que respalda el papel de esta proteína en la organización de los nucleoides [231]. Por último, la organización de los nucleoides podría estar relacionada con la organización de las estructuras de las crestas, ya que la interrupción del complejo MICOS (sitio de contacto mitocondrial y sistema organizador de las crestas) produce cambios en la distribución y agrupamiento de nucleoides y reduce la transcripción del ADNmt [242].


Nucleoide: significado y composición | Microbiología

El material genético de las células procariotas (bacterianas) y eucariotas difiere de diversas formas y, probablemente, la diferencia más notable entre ellas es la forma en que se empaqueta el material genético. Las células eucariotas poseen dos o más cromosomas contenidos en el & # 8216núcleo & # 8217, mientras que las células procariotas carecen del núcleo y tienen una gran molécula de ADN bicatenario, libre en su citoplasma.

Esta molécula de ADN se llama cromosoma bacteriano, que se agrega para formar una masa visible llamada nucleoide (cuerpo nuclear, cuerpo de cromatina, región nuclear son los otros nombres utilizados) (fig. 5.33).

Aunque la aparición de un cromosoma bacteriano único, desnudo y circular se ha considerado la característica más común desde hace mucho tiempo, como revelan estudios recientes, no es una regla porque las excepciones a estos prevalecen en las células bacterianas.

Recientemente, se ha descubierto que algunas bacterias como Vibrio cholerae y Rhodobacter sphaeroides tienen más de un cromosoma, y ​​se han encontrado regiones que contienen ADN unido a la membrana en dos géneros bacterianos, a saber, Pirellula y Gemmata. Pirellula tiene una sola membrana que rodea una región llamada pirellulosome, que contiene un nucleoide fibrilar y partículas similares a ribosomas.

El cuerpo nuclear de Gemmata obscuriglobus está delimitado por dos membranas. El cromosoma de la bacteria Borrelia burgdorferi, el agente causante de la enfermedad de Lyme, es lineal. Aunque es poco común, ahora se sabe que los cromosomas lineales están presentes en algunas otras bacterias, incluida Streptomyces, una importante bacteria filamentosa productora de antibióticos (actinomicetos).

El nucleoide se vuelve visible en el microscopio óptico después de teñir con la tinción de feulgen, una tinción que reacciona específicamente con el ADN. Fotografías con microscopio electrónico de bacterias en crecimiento activo muestran que el nucleoide tiene proyecciones que se extienden hacia la matriz citoplasmática (fig. 5.34).

Se presume que estas proyecciones contienen ADN que se transcribe activamente para producir ARNm. Los estudios con microscopio electrónico de nucleoides a menudo muestran que permanecen en contacto con los mesosomas o con la membrana plasmática.

También se encuentran trozos de membrana adheridos a nucleoides aislados. Estas evidencias sugieren que el cromosoma bacteriano permanece unido a la membrana de la célula, y la membrana puede desempeñar un papel importante en la separación del ADN en células hijas durante la división celular.

En la Tabla 5.3 se dan el número, tamaño y configuración de los cromosomas procarióticos (bacterianos y arquebacterianos) que han sido secuenciados por completo.

Composición de nucleoide:

Los nucleoides se han aislado intactos y libres de membranas. Cuando se analizan químicamente, se encuentran compuestos por aproximadamente 60% de ADN, 30% de ARN y 10% de proteína (principalmente ARN polimerasa) en peso.

El ADN se enlaza y enrolla extensamente con la ayuda de ARN y proteínas nucleoides que son diferentes de las proteínas histonas que se encuentran en los núcleos eucariotas y se reconocen por diferentes nombres como HU, NS y proteína de unión al ADN II.

Sin embargo, las siguientes dos características del ADN bacteriano son particularmente distintivas:

(i) Falta de proteínas histonas:

A diferencia de los organismos eucariotas en los que el ADN se empaqueta envolviendo perlas especiales de proteína llamadas histonas para formar una estructura llamada & # 8216nucleosoma & # 8217, los monerans (procariotas) no tienen proteínas histonas ni nucleosomas.

El ADN eucariota, que codifica proteínas, es interrumpido por secuencias no codificantes (intrones). Estos últimos están ausentes en bacterias.


HupB es una proteína asociada a nucleoides bacterianos con una cola de tipo eucariota indispensable

En las bacterias, el ADN cromosómico debe compactarse de manera eficiente para que quepa dentro del compartimento de células pequeñas mientras permanece disponible para las proteínas involucradas en la replicación, segregación y transcripción. Entre las proteínas asociadas a nucleoides (NAP) responsables de mantener esta estructura cromosómica altamente organizada y dinámica, la proteína HU es una de las más conservadas y más abundantes. HupB, un homólogo de HU, se identificó recientemente en micobacterias. Este intrigante NAP micobacteriano se compone de dos dominios: un dominio N-terminal que se asemeja a HU bacteriano, y un dominio C-terminal largo y distintivo que contiene varios motivos PAKK / KAAK, que son característicos de la familia H1 / H5 de histonas eucariotas. En este estudio, analizamos la en vivo Unión de HupB en la escala cromosómica. Mediante el uso de PALM (microscopía de localización fotoactivada) y ChIP-Seq (inmunoprecipitación de cromatina seguida de secuenciación profunda), observamos que el dominio C-terminal es indispensable para la asociación de HupB con el nucleoide. Sorprendentemente, el en vivo la unión de HupB mostró un sesgo desde el origen (oriC) al término (ter) del cromosoma micobacteriano (el número de sitios de unión disminuyó hacia ter). Planteamos la hipótesis de que este modo de unión refleja un papel de HupB en la organización de oriC regiones. Por tanto, HupB puede participar en la coordinación de la replicación con la segregación cromosómica.IMPORTANCIA Actualmente sabemos poco sobre la organización del cromosoma micobacteriano y su dinámica durante el ciclo celular. Entre las proteínas asociadas a nucleoides (NAP) de micobacterias responsables de la organización y dinámica de los cromosomas, HupB es una de las más intrigantes. Contiene un dominio C-terminal largo y distintivo que alberga varios motivos PAKK / KAAK, que son característicos de las proteínas eucariotas histonas H1 / H5. También se sabe que la proteína HupB es crucial para la supervivencia del bacilo tuberculoso durante la infección. Aquí, proporcionamos en vivo evidencia experimental que muestra que el dominio C-terminal de HupB es crucial para su unión al ADN. Nuestros resultados sugieren que HupB puede estar involucrado en la organización de regiones recién replicadas y podría ayudar a coordinar la replicación cromosómica con la segregación. Dado que la tuberculosis (TB) sigue siendo un grave problema de salud mundial (se diagnosticaron 10,4 millones de nuevos casos de TB en 2015, según la OMS) y nuevos Tuberculosis micobacteriana continuamente surgen cepas, se necesitan más estudios de la función biológica de HupB para determinar si esta proteína podría ser una perspectiva para el desarrollo de nuevos fármacos antimicrobianos.

Palabras clave: HU HupB Mycobacterium NAPs dinámica cromosómica organización cromosómica proteínas asociadas a nucleoides.

Copyright © 2017 Hołówka et al.

Cifras

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Distribución de HupB en los cromosomas en crecimiento exponencial M. smegmatis células. Un incremento…


Estructura y función del genoma bacteriano

Este libro combina información de las últimas investigaciones sobre la arquitectura de nucleoides y cromosomas bacterianos, el análisis del genoma completo, la señalización celular y el control de la expresión génica con paradigmas de regulación genética bien conocidos de organismos modelo (incluidos los patógenos) para brindar a los lectores una imagen de cómo la información fluye del medio ambiente al gen, modulando su expresión e influyendo en la aptitud competitiva del microbio.

Estructura y función del genoma bacteriano explora la gobernanza de la expresión de los genes que hacen que una bacteria sea lo que es, y actualiza los conceptos básicos del control de la expresión génica con información sobre la estructura y función del promotor de la transcripción, el papel del ADN como factor regulador (además de su papel como portador de información genética), ARN pequeños, ARN que detectan señales químicas, ribosomas y traducción, modificación postraduccional de proteínas y secreción de proteínas. Examina las fuerzas que impulsan la conservación y la evolución del genoma dinámico y ofrece capítulos que cubren la replicación del ADN, la reparación del ADN, la biología del plásmido, la recombinación, la transposición, las funciones de las secuencias repetitivas de ADN, la transferencia horizontal de genes, la defensa del genoma por CRISPR-Cas, enzimas de restricción, proteínas Argonaute y sistemas BREX. El libro termina con un capítulo que ofrece una visión general integrada de la estructura y función del genoma.

  • Combina el conocimiento de los mecanismos reguladores de genes con una consideración de la estructura y la dinámica de los nucleoides.
  • Ofrece un enfoque 'centrado en el ADN' para considerar el control de la transcripción
  • Considera la transferencia genética horizontal desde una perspectiva de regulación genética
  • Evalúa las oportunidades y limitaciones de diseñar microbios sintéticos o recablear los existentes.

Estructura y función del genoma bacteriano es un libro ideal para estudiantes de posgrado y pregrado que estudian biología celular microbiana, patogénesis bacteriana, regulación genética y microbiología molecular. También será de interés para los investigadores principales que realizan investigaciones sobre estos y temas relacionados, y para los investigadores de biología sintética y otras ramas de la biotecnología.

Biografías del autor

CHARLES J. DORMAN, PhD, ScD, MRIA ha ocupado la cátedra establecida de Microbiología en Trinity College Dublin, Irlanda desde 1994. Previamente, obtuvo una beca de investigación de la Royal Society University en el Departamento de Bioquímica de la Universidad de Dundee, Reino Unido, donde también fue profesor de Bioquímica. El profesor Dorman es un ex editor en jefe de Microbiología, es miembro del consejo y fideicomisario de la Sociedad de Microbiología y se ha desempeñado como Embajador en Europa Occidental de la Sociedad Estadounidense de Microbiología. Es miembro fundador de la Academia Europea de Microbiología, miembro de la Academia Estadounidense de Microbiología, miembro de la Royal Society of Biology y miembro de la Royal Irish Academy.


SEGREGACIÓN DE ADN

El modelo del replicón: el crecimiento celular como motor de la segregación

Con mucho, la hipótesis más influyente sobre la segregación bacteriana fue el modelo de replicón propuesto por Fran & # x000e7ois Jacob, Sydney Brenner y Fran & # x000e7ois Cuzin en 1963 (Jacob et al. 1963). & # X000a0 En una pequeña sección al final de Jacob y sus colaboradores, en un artículo que trata principalmente del control de la replicación, señalaron que las observaciones desconcertantes sobre la eficiencia de la conjugación, así como las micrografías electrónicas de sección delgada, eran consistentes con el anclaje de secciones específicas de ADN a la envoltura celular. & # x000a0 Por lo tanto, si los cromosomas hermanos están unidos a la membrana celular y el crecimiento tiene lugar entre los dos sitios de unión, la segregación del ADN podría lograrse de forma pasiva como un subproducto del alargamiento celular.

Para que el modelo de Jacob sea posible, dos cosas deben ser ciertas: primero, el cromosoma debe estar físicamente unido a la pared celular en un sitio específico y segundo, la pared celular debe crecer de manera no uniforme. Estas predicciones llevaron a los investigadores a buscar una asociación específica del origen de la replicación con la membrana, que se encontró presente en varias especies (Sueoka y Quinn 1968 Fielding y Fox 1970 Bowman et al.2008 Ebersbach et al.2008), como así como el crecimiento de la pared celular zonal, que se encontró presente o ausente, dependiendo del organismo (Cole y Hahn 1962 Mobley et al. 1984 Aaron et al. 2007).

Muchas de las asociaciones observadas entre el ADN y la membrana fueron sensibles a la rifampicina, un inhibidor de la transcripción (Dworsky y Schaechter 1973), lo que sugiere que fueron mediadas por transertión (es decir, transcripción acoplada, traducción e inserción del polipéptido naciente en la membrana). Sin embargo, algunas de las interacciones entre el ADN y la membrana eran inmunes a la rifampicina, lo que implica que al menos algunos sitios del cromosoma, incluidos oriC, were specifically anchored to the cell envelope by DNA binding proteins (Jacq and Kohiyama 1980). As mentioned previously, the chromosome-anchoring proteins for Caulobacter (ParB-PopZ) and B. subtilis (RacA-DivIVA) are now known ( Fig.ਂ ).

Two other observations seemed to support the replicon model: First, bacterial nucleoids stained with nonspecific DNA binding dyes appeared to separate gradually, in contrast to what happens in eukaryotes (Van Helvoort and Woldringh 1994) and second, early genetic screens for partitioning mutants in E. coli yielded hits involved in resolving topological problems associated with segregation (Hiraga et al. 1989 Adams et al. 1992 Drlica 1992), but no proteins that could provide the force to drive movement (Wheeler and Shapiro 1997). In the absence of force-generating proteins, passive segregation seemed the logical alternative.

Cabe señalar que el E. coli MukB protein, identified in a genetic screen for DNA partitioning mutants, was briefly hailed as the missing molecular motor based on the fact that it existed as a DNA-binding homodimer that could bind ATP/GTP and had a coiled-coil domain, a characteristic of motors like myosin and kinesin (Niki et al. 1992 Wake and Errington 1995). MukB turned out not to be a motor, however. The characterization of the B. subtilis SMC condensation complex (Britton et al. 1998 Moriya et al. 1998) later led to the realization that MukB is in fact part of the E. coli analogue of SMC (Bartosik and Jagura-Burdzy 2005).

Nondedicated Models of Segregation: Fast, Progressive Segregation in the Absence of a Mitotic Apparatus

Despite the popularity of the replicon model, evidence against it began mounting. Not only did zonal growth appear to be limited to a subset of species, as soon as direct labeling of specific DNA loci in living cells was achieved, it became clear that their speed of movement was too fast to be accounted for by cell growth (Gordon et al. 1997 Mohl and Gober 1997 Webb et al. 1997 Teleman et al. 1998 Jensen and Shapiro 1999 Viollier et al. 2004). Live tracking experiments also showed that chromosome segregation is progressive that is, DNA loci were separated while replication was still ongoing (Viollier et al. 2004 Nielsen et al. 2006a). Interestingly, this is not an absolute rule. En E. coli, there is evidence that the origin region undergoes a short period of “sister chromatid cohesion,” after which the entire region is segregated as a single unit (Bates and Kleckner 2005 Espeli et al. 2008). Other regions of the E. coli chromosome, however, segregate progressively (Nielsen et al. 2006a).

Abrupt DNA separation, coupled to the fact that no force-generating segregation proteins had been found, paved the way for a new wave of “nondedicated” models whose aim was to explain fast segregation in the absence of a mitotic apparatus. Several interesting proposals were put forth. It was hypothesized that the force produced by DNA polymerase (Lemon and Grossman 2001) or RNA polymerase (Dworkin and Losick 2002) could help separate daughter chromosomes. Intriguingly, it was also suggested that DNA segregation may be a self-organizing process, driven by separation of transertion domains (Woldringh 2002), or by entropic exclusion of sister chromosomes (Jun and Mulder 2006). Each of these models is supported by a subset of observations, and it is possible that these mechanisms contribute to bulk DNA segregation (Toro et al. 2008). However, none can fully explain the diverse behaviors observed in vivo.

Dedicated Models of Segregation: A Mitotic-like Apparatus

Around the same time that nondedicated models were being proposed, new observations began to suggest that perhaps a mitotic-like apparatus did exist in bacteria. We have already mentioned the transient suggestion that MukB could be a molecular motor in charge of driving chromosome segregation. A second, more promising candidate for force generation is the ParABS system.

Low copy number plasmids like the E. coli P1 prophage are inherited with high efficiency despite the fact that as few as two copies of the plasmid may be present before division (Prentki et al. 1977). These observations suggested that such plasmids contained a partitioning system, and deletion of P1 fragments showed that the ParABS locus was necessary and sufficient to confer stability to low copy number replicons (Abeles et al. 1985). This locus contains three components: ParB, a sequence-specific DNA binding protein that binds to the parS sequence and ParA, a Walker type ATPase that has been shown to polymerize and/or oscillate over the nucleoid in several partition systems (Surtees and Funnell 2003 also see Mullins 2010).

Hence, by the early 2000s, it was clear that plasmid partitioning was actively mediated by the ParABS system, and also that the chromosomes of most bacteria (but not E. coli) contained homologs of the par locus. Based on sequence comparisons of their constituent ParA ATPases, chromosomal ParABS systems are distinct from plasmid ones (Gerdes et al. 2000). Nevertheless, the hypothesis that ParABS systems could indeed drive the segregation of bacterial chromosomes was supported by experiments showing that: (1) deletion/depletion of ParABS components resulted in higher proportions of anucleate cells (Ireton et al. 1994 Mohl and Gober 1997) and (2) addition of various chromosomal ParABS systems to an unstable plasmid increased its efficiency of transmission (Godfrin-Estevenon et al. 2002 Dubarry et al. 2006).

Trabajar en Vibrio cholerae has been instrumental in demonstrating the importance of the ParABS system for segregation. V. cholerae carries two chromosomes ( Fig.ਂ B), each with their own distinct segregation dynamics and ParABS system, and the larger of which (chromosome I) shows a segregation pattern reminiscent of that observed in Caulobacter (Fogel and Waldor 2005). Work by Fogel and Waldor (2006) showed that parSI segregates ahead of oriCI, suggesting that it may act as the chromosomal centromere (i.e., the site of force exertion during segregation). Toro and coworkers (2008) expanded this observation in Caulobacter y encontré que parS invariably segregated ahead of all other loci, regardless of the order of replication. Furthermore, segregation was delayed when parS was moved to a site farther away from the origin of replication, indicating that segregation cannot begin before parS is duplicated. This showed that, at least in Caulobacter, nondedicated models of segregation are unable to initiate segregation.

How might the ParABS system perform its segregation function? Based on time-lapse observations of ParAI and ParBI dynamics, Fogel and Waldor proposed a pulling mechanism. En V. cholerae, ParAI forms a fluorescence 𠇌loud” that grows from the pole opposite to parSI. When it reaches parSI, the cloud switches from growth to contraction, and one of the newly duplicated copies of ParBI follows the receding edge of the cloud until it reaches the opposite pole (Fogel and Waldor 2006). This mechanism is by no means proven, but it is certainly compelling. Work is currently under way to try to characterize the biochemical and structural characteristics of this system (Hester and Lutkenhaus 2007 Castaing et al. 2008).

Despite the promising results outlined above, some important aspects of the ParABS system remain to be explored. New work in B. subtilis has shown a link between ParA (Soj) and chromosome replication (Murray and Errington 2008), as well as a direct interaction between ParB (Spo0J) and the SMC complex (Gruber and Errington 2009 Sullivan et al. 2009). Thus, the perverse and often baffling results of soj y spo0J eliminación en B. subtilis may be explained by a shift in function.

Compounding the issue, several species (with the exception of Caulobacter y V. cholerae chromosome II) still segregate their chromosome normally in most cells even when ParABS is inactivated (Ireton et al. 1994 Lewis et al. 2002 Fogel and Waldor 2006 Jakimowicz et al. 2007 Yamaichi et al. 2007). This suggests that there are redundant mechanisms that ensure chromosome segregation in the absence of ParABS. It has been proposed that the actin-like MreB protein contributes to DNA segregation (Gitai et al. 2005 Kruse et al. 2006 Hu et al. 2007 Karczmarek et al. 2007 Shebelut et al. 2009 see also Gitai 2010). Another candidate is the migS sequence found in E. coli (recall that E. coli does not contain a ParABS system on its chromosome).

migS was found by Yamaichi and Niki by cleverly forcing the cells to break off pieces of the chromosome and using them to create mini-chromosomes (Yamaichi and Niki 2004). Thus, the genome within the cell remains unchanged except for the fact that now a small piece of the chromosome is on a separate molecule. Using this strategy, Yamaichi and Niki found that the presence, in cis, of a 25 bp sequence (migS) was required for proper separation of oriC-proximal DNA, as measured by FISH. migS did not stabilize plasmids nor cause them to localize to a particular subcellular location (Yamaichi and Niki 2004). Despite this, there is good evidence that migS plays an important role in the segregation of the E. coli chromosome (Fekete and Chattoraj 2005).


Cell Membrane and Chromosome Replication in Bacillus subtilis

II Early Evidence of Membrane–Chromosome Association

The possibility that the bacterial chromosome may be attached to the cellular membrane was first proposed by Jacob and co-workers in 1963 as a part of the replicon theory ( 7 ). The proposal was partly based on previously reported electron microscopic observations by Ryter and Jacob ( 8 ) that the nuclear body was closely associated with the membrane in B. subtilis. In 1967, Smith and Hanawalt ( 9 ) reported evidence suggesting that the replication fork of the E. coli chromosome was membrane associated. They pulse-labeled exponentially growing E. coli with [ 3 H]thymidine and found that the 3 H label was enriched in the membrane fraction separated from the soluble fraction by sucrose gradient centrifugation. This suggested that the replication fork may be associated with the membrane similar findings were also reported in B. subtilis ( 10-12 ). These observations on the replication fork attachment to the membrane were made under low-salt conditions. Under a high-salt condition, membrane enrichment of pulse label in exponentially growing cells was not observed, indicating that replication fork attachment is not high-salt resistant.

To identify other chromosomal sites of membrane attachment, it was essential to have available many genetic markers mapped along the chromosome and a method to quantitate the relative frequency of the markers in DNA preparations isolated from the membrane fraction and in those isolated from the soluble fraction. In 1963, we demonstrated that the B. subtilis chromosome replicates sequentially from a fixed origin to a fixed terminus ( 13, 14 ). For these studies, two methods were developed one was marker frequency analysis and the other was synchronous density gradient centrifugation. The marker frequency analysis method was developed to show the relative frequencies of a number of chromosomal markers. Essentially, DNA was prepared from exponentially growing cells and compared by genetic transformation with standard DNA preparations (DNA from stationary cells of the W23 strain or DNA from spores) in which all markers are equally frequent. As expected, the ratio of the most frequent marker (purB6) to the least frequent marker (metB5) was approximately two in the DNA preparations isolated from the culture with a 40-min generation time. We also observed that the ratio of the most to the least frequent marker was four in DNA from the culture with a 20-min generation time (four origins and one terminus dichotomous replication) ( 15, 16 ). The replication order of marker frequency analysis was also examined by synchronous density transfer experiments, which are simply density transfer experiments using synchronously growing cells. The results obtained by these two methods agreed remarkably well. We subsequently identified a marker, purA16, that was more closely located to the replication origin than purB6 ( 17 ). By 1967, we determined the replication order of a number of markers and constructed a replication order map of the B. subtilis el cromosoma 17 ).

The marker frequency analysis was used to examine the possible membrane association of the chromosome by comparing the frequencies of the markers that were found in the membrane fractions and soluble fractions of exponentially growing cells ( 18 ). For this study, a marker located in the middle of the chromosome (leu8) was used as the standard. The results showed that genetic markers near the replication origin and terminus of the B. subtilis chromosome were specifically enriched in the DNA isolated from the membrane fraction ( Fig. 1A ). The results were subsequently confirmed by several reports ( 19-24 ) and were also expanded with additional markers ( Fig. 1B ) ( 19 ). When the chromosome is replicating dichotomously in a rich medium, the four copies of the origin area are also found associated with the membrane ( 25 ). The attachment of the replication origin area of the chromosome to the membrane was further supported by pulse-labeling of germinating spores with [ 3 H]thymidine, chasing with nonradioactive thymidine, and following the labeled DNA in the membrane and free fractions ( 26 ). The results showed that the most labeled DNA was found in the membrane fraction after the pulse labeling. Essentially all the label remained associated with the membrane and could not be chased out of the membrane fraction even after one and a half generations. This result suggested that the replication origin may be attached to the membrane throughout the cell cycle. Thus, these early findings strongly suggested that the B. subtilis chromosome is permanently associated with the membrane at the replication origin and also at the replication terminus.

Figura 1 . Membrane enrichment of genetic markers of B. subtilis. (A) Initial evidence ( 18 ). The map position represents the replication order of markers 0 corresponds to oric, and 1 to the terminus •, the results of individual experiments O, the averages. (B) Additional evidence with more markers ( 19 ). All markers were isolated by using the UV-penicillin method ( 70 ). The membrane enrichment index (M) was calculated by the double ratio transformation method ( 18 ).

Membrane attachment studies in mi. coli have been intrinsically more difficult because of two reasons: ( 1 ) mi. coli has two membranes, inner and outer, which may make results more variable than in B. subtilis, y ( 2 ) there is no simple transformation method with high efficiency available in mi. coli. It has been reported in mi. coli studies that the hemimethylated state of the oriC region is a necessary condition for membrane attachment (reviewed in Ref. 27 ). La situación en B. subtilis is quite different: there is no evidence of enrichment of methylation sites in the oriC area ( 3 ). Es más, B. subtilis requires an initiation gene, dnaB, for the membrane attachment of the origin ( 28 ). En mi. coli, there seems to be no operon analogous to the B. subtilis dnaB operón.


Cell cycle regulation by the bacterial nucleoid

Division site selection presents a fundamental challenge to all organisms. Bacterial cells are small and the chromosome (nucleoid) often fills most of the cell volume. Thus, in order to maximise fitness and avoid damaging the genetic material, cell division must be tightly co-ordinated with chromosome replication and segregation. To achieve this, bacteria employ a number of different mechanisms to regulate division site selection. One such mechanism, termed nucleoid occlusion, allows the nucleoid to protect itself by acting as a template for nucleoid occlusion factors, which prevent Z-ring assembly over the DNA. These factors are sequence-specific DNA-binding proteins that exploit the precise organisation of the nucleoid, allowing them to act as both spatial and temporal regulators of bacterial cell division. The identification of proteins responsible for this process has provided a molecular understanding of nucleoid occlusion but it has also prompted the realisation that substantial levels of redundancy exist between the diverse systems that bacteria employ to ensure that division occurs in the right place, at the right time.

Cifras

Mechanisms regulating division site selection…

Mechanisms regulating division site selection in rod-shaped bacteria. ( aC )…

Asymmetric distribution of nucleoid occlusion…

Asymmetric distribution of nucleoid occlusion protein binding sites. ( a ) Distribution of…

Current model for SlmA mode…

Current model for SlmA mode of action. The SlmA dimer interconverts between inactive…


Department of Microbiology, Moyne Institute of Preventive Medicine, Trinity College Dublin, Dublin, 2 Ireland

Department of Microbiology, Moyne Institute of Preventive Medicine, Trinity College Dublin, Dublin, 2 Ireland

Resumen

The composition of the bacterial genome is described, with an emphasis on the genome of Escherichia coli. The reader will discover how the chromosome is organised for gene expression and replication, and how the chromosome copies are segregated into daughter cells at cell division. Each stage of the replication process is described and examples of bacterial chromosomes that have features differing from the E. coli model are included for comparison. Plasmid biology is also covered, together with descriptions of plasmid replication, copy number control, partitioning systems, and host range determinants. Coverage is provided of topoisomerases and nucleoid-associated proteins and the reader will discover how these influence genome organisation and gene expression in the context of both the cell cycle and the bacterial growth cycle.


Two chromosomal halves starting at the replication origin, each replicated by a different replication fork.

Average time from birth to division.

Y-shaped DNA structures formed at the point where DNA is unwound during DNA replication.

The process by which the presence of nucleoid DNA prevents the formation of an FtsZ ring and divisome over that DNA.

Sessile, proliferative Caulobacter crescentus células.

Motile Caulobacter crescentus cells that do not replicate.

Characterized by a replication origin composed of repeated sequences that bind to a cognate initiator protein.

Replisome subunit that synthesizes short RNA primers which are then elongated by the DNA polymerase.

Cellular response to DNA damage leading to inhibition of cell division and induction of DNA repair systems.

Structure that forms around the middle of the cell, composed of multiple proteins required for cell division.

Time from the replication of a locus to the separation of the newly replicated sister loci.