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7.4: Mecanismos de reparación - Biología

7.4: Mecanismos de reparación - Biología


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La segunda parte de este capítulo examina las principales clases de procesos de reparación del ADN. Estos son:

  • reversión del daño,
  • reparación de escisión de nucleótidos,
  • reparación de escisión de base,
  • reparación de desajustes,
  • reparación recombinacional, y
  • reparación propensa a errores.

Muchos de estos procesos fueron los primeros estudios en bacterias como E. coli, sin embargo, solo unos pocos se limitan a esta especie. Por ejemplo, la reparación por escisión de nucleótidos y la reparación por escisión de bases se encuentran en prácticamente todos los organismos y se han caracterizado bien en bacterias, levaduras y mamíferos. Al igual que la replicación del ADN en sí, la reparación del daño y la incorporación incorrecta es un proceso muy antiguo.

Inversión de daño

Algunos tipos de alteraciones covalentes de bases en el ADN pueden revertirse directamente. Esto ocurre mediante sistemas enzimáticos específicos que reconocen la base alterada y rompen los enlaces para eliminar el aducto o cambiar la base a su estructura normal.

Fotorreactivación es un proceso dependiente de la luz utilizado por las bacterias para revertir los dímeros de pirimidina formados por la radiación UV. La enzima fotoliasa se une a un dímero de pirimidina y cataliza una segunda reacción fotoquímica (esta vez usando luz visible) que rompe el anillo de ciclobutano y reforma los dos timidilatos adyacentes en el ADN. Tenga en cuenta que esto no es formalmente el reverso de la reacción que formó los dímeros de pirimidina, ya que la energía de la luz visible se usa para romper los enlaces entre las pirimidinas y no se libera radiación UV. Sin embargo, el resultado es que la estructura del ADN ha vuelto a su estado anterior al daño de los rayos UV. La enzima fotoliasa tiene dos subunidades, que están codificadas por la phrA y phrBgenes en E. coli.

Un segundo ejemplo de reversión del daño es el eliminación de grupos metilo. Por ejemplo, la enzima O6-Metilguanina metiltransferasa, codificada por la adagen en E. coli, reconoce O6-Metilguanina en ADN dúplex. Luego elimina el grupo metilo y lo transfiere a un aminoácido de la enzima. La enzima metilada ya no está activa, por lo que se ha referido a esto como un mecanismo suicida de la enzima.

Reparación de escisión

El medio más común de reparar el daño o un desajuste es cortarlo del ADN dúplex y volver a copiar la hebra complementaria restante de ADN, como se describe en la Figura 7.12. Se han caracterizado tres tipos diferentes de reparación por escisión: reparación por escisión de nucleótidos, reparación por escisión de bases y reparación por desajustes. Todos utilizan un cortar, copiar y pegar mecanismo. En el corteetapa, una enzima o complejo elimina una base dañada o una cadena de nucleótidos del ADN. Para el proceso de copiar, una ADN polimerasa (ADN polimerasa I en E. coli) copiará la plantilla para reemplazar la hebra cortada y dañada. La ADN polimerasa puede iniciar la síntesis a partir de 3 'OH en tLa ruptura (mella) o brecha de una sola hebra en el ADN que queda en el sitio del daño después de la escisión. Finalmente, en el pegadoetapa, la ADN ligasa sella la muesca restante para dar un ADN reparado intacto.

Figura 7.12. Un esquema general para la reparación por escisión, que ilustra el mecanismo de cortar (pasos 1 y 2), copiar (paso 3) y pegar (paso 4).

Reparación por escisión de nucleótidos (NER)

En reparación por escisión de nucleótidos, las bases dañadas se cortan dentro de una cadena de nucleótidos y se reemplazan con ADN como lo indica la cadena de plantilla intacta. Este sistema de reparación se utiliza para eliminar los dímeros de pirimidina formados por la radiación UV, así como los nucleótidos modificados por aductos químicos voluminosos. La característica común del daño que se repara mediante la escisión de nucleótidos es que los nucleótidos modificados causan una distorsión significativa en la hélice del ADN. NER ocurre en casi todos los organismos examinados.

Algunas de las enzimas mejor caracterizadas que catalizan este proceso son la excinucleasa UvrABC y la helicasa UvrD en E. coli. Los genes que codifican esta función de reparación se descubrieron como mutantes que son muy sensibles al daño de los rayos UV, lo que indica que los mutantes son defectuosos en la reparación de los rayos UV. Como se ilustra en la Figura 7.13, tipo salvaje E. coli las células mueren sólo a dosis más altas de radiación ultravioleta. Pueden identificarse cepas mutantes que son sustancialmente más sensibles a la radiación UV; estos son defectuosos en las funciones necesarias para UV-resistance, abreviado uvr. Al recolectar un gran número de tales mutantes y probarlos para determinar su capacidad para restaurar la resistencia a la radiación UV en combinación, se identificaron grupos de complementación. Cuatro de los grupos de complementación, o genes, codifican proteínas que juegan reglas importantes en NER; son uvrA, uvrB, uvrCy uvrD.

Figura 7.13. Curva de supervivencia de bacterias expuestas a radiación UV. Los cultivos de bacterias están expuestos a dosis crecientes de radiación ultravioleta, trazadas a lo largo del eje horizontal. Las muestras de cada cultivo irradiado se siembran luego en placas y se cuenta el número de colonias supervivientes (representado como una función logarítmica en el eje vertical). Las cepas mutantes que son más sensibles al daño de los rayos UV tienen defectos en los genes que confieren UV-rresistencia, es decir, son defectuosos en uvr funciones.

Las enzimas codificadas por el uvrLos genes se han estudiado en detalle. Los productos polipeptídicos del uvrA, uvrB, y uvrCLos genes son subunidades de una enzima multisubunidad llamada Excinucleasa de UvrABC. UvrA es la proteína codificada por uvrA, UvrB está codificado por uvrB, etcétera. El complejo UvrABC reconoce distorsiones estructurales inducidas por daños en el ADN, como los dímeros de pirimidina. Luego se corta a ambos lados del daño. Luego UvrD (también llamada helicasa II), el producto de la uvrDgen, desenrolla el ADN, liberando el segmento dañado. Así, para este sistema, las proteínas UvrABC y UvrD llevan a cabo una serie de pasos en la fase de corte de la reparación por escisión. Esto deja un sustrato con huecos para copiar por la ADN polimerasa y pegar por la ADN ligasa.

Las proteínas UvrABC forman un complejo dinámico que reconoce el daño y hace cortes endonucleolíticos en ambos lados. Los dos cortes alrededor del daño permiten que el segmento monocatenario que contiene el daño sea escindido por la actividad helicasa de UvrD. Así, el complejo dinámico UvrABC y el complejo UvrBC pueden llamarse excinucleasas. Una vez que se ha extirpado el segmento dañado, queda un espacio de 12 a 13 nucleótidos en el ADN. Esto se puede rellenar con ADN polimerasa y la muesca restante se puede sellar con ADN ligasa. Dado que la plantilla no dañada dirige la síntesis por la ADN polimerasa, el ADN dúplex resultante ya no está dañado.

Más detalladamente, el proceso es el siguiente (Figura 7.14). UvrA2 (un dímero) y Uvr B reconocen el sitio dañado como un complejo (UvrA) 2UvrB. UvrA2 luego se disocia, en un paso que requiere hidrólisis de ATP. Esta es una reacción autocatalítica, ya que es catalizada por UvrA, que es en sí misma una ATPasa. Una vez que UvrA se ha disociado, UvrB (en el sitio dañado) forma un complejo con UvrC. El complejo UvrBC es la nucleasa activa. Hace las incisiones a cada lado del daño, en otro paso que requiere ATP. El esqueleto del fosfodiéster se escinde 8 nucleótidos en el lado 5 'del daño y 4-5 nucleótidos en el lado 3'. Finalmente, la helicasa UvrD desenrolla el ADN para eliminar el segmento dañado. El segmento de ADN dañado se disocia unido al complejo UvrBC. Como todas las reacciones de helicasa, el desenrollamiento requiere hidrólisis de ATP para romper los pares de bases. Por tanto, se requiere hidrólisis de ATP en tres pasos de esta serie de reacciones.

Figura 7.14.La excinucleasa Uvr (A) BC de E. coli reconoce sitios AP, dímeros de timina y otras distorsiones estructurales y hace mellas en ambos lados de la región dañada. El fragmento de 12-13 nucleótidos de longitud se libera junto con la excinucleasa por la acción de la helicasa II.

Ejercicio 7.9

¿En qué se diferencia una excinucleasa de una exonucleasa y una endonucleasa?

La reparación por escisión de nucleótidos es muy activa en células de mamíferos, así como en células de muchos otros organismos. El ADN de una célula cutánea normal expuesta a la luz solar acumularía miles de dímeros por día si este proceso de reparación no los eliminara. Una enfermedad genética humana, llamada xeroderma pigmentoso (XP), es una enfermedad de la piel causada por un defecto en las enzimas que eliminan las lesiones UV. Los fibroblastos aislados de pacientes con XP individuales son marcadamente sensibles a la radiación UV cuando se cultivan, similar al fenotipo mostrado por MI. coliuvrmutantes. Estas líneas de células XP se pueden fusionar en cultivo y probar su capacidad para restaurar la resistencia al daño de los rayos UV. Las líneas de células XP que lo hacen se clasifican en diferentes grupos de complementación. De esta forma se han definido varios grupos de complementación, o genes. Recientemente, se ha logrado un progreso considerable en la identificación de las proteínas codificadas por cada gen XP (tabla 7.2). Tenga en cuenta la estrecha analogía con las funciones bacterianas necesarias para NER. También se encuentran funciones similares en la levadura (Tabla 7.2). Las proteínas adicionales utilizadas en la NER eucariota incluyen hHR23B (que forma un complejo con el sensor de daño del ADN XPC), ERCCI (que forma un complejo con el XPF para catalizar la incisión 5 'en el sitio del daño), las otras subunidades de TFIIH ( ver Capítulo 10) y la proteína de unión monocatenaria RPA.

Tabla 7.2: Genes afectados en pacientes con XP y proteínas codificadas
Gen humanoFunción proteicaHomólogo a S. cerevisiaeAnálogo a E. coli
XPASe une al ADN dañadoRad14UvrA / UvrB
XPB3 'a 5' helicasa, componente de TFIIHRad25UvrD
XPCSensor de daño al ADN (en complejo con hHR23B)Rad4
XPD5 'a 3' helicasa, componente de TFIIHRad3UvrD
XPESe une al ADN dañadoUvrA / UvrB
XPFFunciona con ERRC1 para cortar el ADN en el lado del daño de 5 'Rad1UvrB / UvrC
XPGCorta el ADN en el lado del daño de 3 'Rad2UvrB / UvrC

La NER se presenta de dos modos en muchos organismos, incluidas las bacterias, las levaduras y los mamíferos. Uno es la reparación global que actúa en todo el genoma, y ​​el segundo es una actividad especializada que se acopla a la transcripción. La mayoría de los productos del gen XP enumerados en la Tabla 2 funcionan en ambos modos de NER en células de mamíferos. Sin embargo, XPC (que actúa en un complejo con otra proteína llamada hHR23B) es un sensor de daño del ADN que es específico para el genoma global NER. En la NER acoplada a la transcripción, la ARN polimerasa que se alarga se detiene en una lesión en la hebra molde; quizás esta sea la actividad de reconocimiento de daños para este modo de NER. Uno de los factores de transcripción basal que se asocia con la ARN polimerasa II, TFIIH (véase el capítulo 10), también desempeña un papel en ambos tipos de NER. Un trastorno genético poco común en los seres humanos, el síndrome de Cockayne (SC), se asocia con un defecto específico de la reparación acoplada a la transcripción. Se han identificado dos grupos de complementación, CSAy CSB. La determinación de la naturaleza y la actividad de las proteínas codificadas por ellos proporcionará información adicional sobre la reparación eficiente de las cadenas de ADN transcritas. El fenotipo de los pacientes con SC es pleiotrópico, mostrando tanto fotosensibilidad como graves trastornos neurológicos y del desarrollo, incluido el envejecimiento prematuro. Estos síntomas son más graves que los observados en pacientes con XP sin NER detectable, lo que indica que la reparación acoplada a la transcripción o las proteínas CS tienen funciones además de las de NER.

Otras enfermedades genéticas también son el resultado de una deficiencia en la función de reparación del ADN, como el síndrome de Bloom y la anemia de Fanconi. Estas son áreas intensivas de investigación actual. Un buen recurso para obtener información actualizada sobre estas y otras enfermedades hereditarias, así como sobre los genes humanos en general, es la herencia mendeliana en línea en el hombre, u OMIM, accesible en http://www.ncbi.nlm.nih.gov.

La ataxia telangiectasia, o AT, ilustra el efecto de las alteraciones en una proteína que no participa directamente en la reparación, pero tal vez sea una señalización necesaria para la reparación adecuada del ADN. La AT es una enfermedad genética rara y recesiva caracterizada por una marcha desigual (ataxia), dilatación de los vasos sanguíneos (telangiectasia) en los ojos y la cara, degeneración cerebelosa, retraso mental progresivo, inmunodeficiencias, envejecimiento prematuro y un aumento de la susceptibilidad de aproximadamente 100 veces. a los cánceres. Este último fenotipo está impulsando gran parte del interés en este locus, ya que los heterocigotos, que comprenden aproximadamente el 1% de la población, también tienen un mayor riesgo de cáncer y pueden representar hasta el 9% de los cánceres de mama en los Estados Unidos. El gen que es metroutado en A (de ahí que se denomine "ATM") se aisló en 1995 y se localizó en el cromosoma 11q22-23.

El gen ATM no parece codificar una proteína que participa directamente en la reparación del ADN (a diferencia de los genes que causan XP tras la mutación). Más bien, la AT es causada por un defecto en una vía de señalización celular. Basado en homologías con otras proteínas, el producto del gen ATM puede estar involucrado en la regulación de la longitud de los telómeros y la progresión del ciclo celular. El dominio C-terminal es homólogo a la fosfatidilinositol-3-quinasa (que también es una proteína quinasa Ser / Thr), de ahí la conexión con las vías de señalización. La proteína ATM también tiene regiones de homología con las proteínas quinasas dependientes de ADN, que requieren roturas, muescas o huecos para unirse al ADN (a través de la subunidad Ku); la unión al ADN es necesaria para la actividad de la proteína quinasa. Esto sugiere que la proteína ATM podría estar involucrada en dirigir la maquinaria de reparación a tal daño.

Reparación de escisión de base

La reparación por escisión de bases difiere de la reparación por escisión de nucleótidos en los tipos de sustratos reconocidos y en el evento de escisión inicial. A diferencia de la NER, la maquinaria de escisión de bases reconoce las bases dañadas que no causan una distorsión significativa en la hélice del ADN, como los productos de agentes oxidantes. Por ejemplo, la escisión de bases puede eliminar las uridinas del ADN, aunque un par de bases G: U no distorsiona el ADN. La reparación por escisión de bases es versátil y este proceso también puede eliminar algunas bases dañadas que distorsionan el ADN, como las purinas metiladas. En general, el reconocimiento inicial es una base dañada específica, no una distorsión helicoidal en el ADN. Una segunda diferencia importante es que la escisión inicial está dirigida al enlace glicosídico que conecta la base de purina o pirimidina con una desoxirribosa en el ADN. Esto contrasta con la escisión inicial de un enlace fosfodiéster en NER.

Las celdas contienen una gran cantidad de glicosilasas que reconocen bases dañadas o inapropiadas, como el uracilo, del ADN. La glicosilasa elimina la base dañada o inapropiada catalizando la escisión del enlace N-glicosídico que une la base al esqueleto de azúcar-fosfato. Por ejemplo, uracil-N-glicosilasa, el producto de la ung gen, reconoce el uracilo en el ADN y corta el enlace N-glicosídico entre la base y la desoxirribosa (Figura 7.15). Otras glicosilasas reconocen y escinden las bases dañadas. Por ejemplo, la metilpurina glicosilasa elimina el G y A metilado del ADN. El resultado de la actividad de estas glicosilasas es un sitio apurínico / apirimidínico, o sitio AP (Figura 7.15). En un sitio AP, el ADN sigue siendo un dúplex intacto, es decir, no hay roturas en el esqueleto del fosfodiéster, pero una base se ha ido.

A continuación, un AP endonucleasa corta el ADN solo 5 'en el sitio AP, proporcionando así un cebador para la ADN polimerasa. En E. coli, la función exonucleasa 5 'a 3' de la ADN polimerasa I elimina la región dañada y la rellena con el ADN correcto (utilizando la polimerasa 5 'a 3', dirigida por la secuencia de la hebra complementaria no dañada).

Se han desarrollado mecanismos adicionales para mantener las U fuera del ADN. MI. colitambién tiene un dUTPase, codificado por el holandésgen, que cataliza la hidrólisis de dUTP a dUMP. El producto dUMP es el sustrato de la timidilato sintetasa, que cataliza la conversión de dUMP en dTMP. Esto mantiene baja la concentración de dUTP en la célula, lo que reduce la posibilidad de que se utilice en la síntesis de ADN. Así, la acción combinada de los productos de la holandés+ ungLos genes ayudan a prevenir la acumulación de U en el ADN.

Ejercicio

En la reparación por escisión de bases, ¿qué enzimas son específicas para un tipo particular de daño y cuáles se utilizan para todas las reparaciones por esta vía?

Figura 7.15. La reparación por escisión de bases se inicia mediante una glicosilasa que reconoce y elimina las bases inapropiadas o dañadas químicamente en el ADN. La glicosilasa rompe el enlace glicosídico entre la base y el azúcar, dejando un sitio apurínico / apirimidínico. La endonucleasa AP puede entonces cortar el esqueleto del fosfodiéster 5 'hacia el sitio AP. Cuando la ADN polimerasa I se une al extremo libre del cebador en la muesca, su actividad exonucleasa 5'-3 'corta algunos nucleótidos por delante de la base faltante y su actividad de polimerización llena todo el espacio de varios nucleótidos.

Reparación de desajustes

El tercer tipo de reparación por escisión que consideraremos es reparación de desajustes, que se utiliza para reparar errores que ocurren durante la síntesis de ADN. La corrección de pruebas durante la replicación es buena pero no perfecta. Incluso con una subunidad funcional e, la ADN polimerasa III permite incorporar el nucleótido incorrecto aproximadamente una vez de cada 108 pb sintetizados en E. coli. Sin embargo, la tasa de mutación medida en bacterias es tan baja como un error por 1010 o 1011 pb. Las enzimas que catalizan discordancia repararson responsables de este último grado de precisión. Reconocen nucleótidos mal incorporados, los escinden y los reemplazan con los nucleótidos correctos. A diferencia de la reparación por escisión de nucleótidos, la reparación de errores de apareamiento no opera en aductos voluminosos o distorsiones importantes de la hélice de ADN. La mayoría de los desajustes son sustitutos dentro de una clase química, p. Ej. una C incorporada en lugar de una T. Esto sólo causa sutiles distorsiones helicoidales en el ADN, y el nucleótido mal incorporado es un componente normal del ADN. La capacidad de una célula para reconocer un desajuste refleja la exquisita especificidad de MutS, que puede distinguir los pares de bases normales de los que resultan de una incorporación incorrecta. Por supuesto, la maquinaria de reparación necesita saber cuál de los nucleótidos en un par de desajustes es el correcto y cuál se incorporó incorrectamente. Lo hace determinando qué hebra se sintetizó más recientemente y reparando el desajuste en la hebra naciente.

En E. coli, la metilación de A en un motivo GATC proporciona un marcador covalente para la hebra parental, por lo que se usa la metilación del ADN para discriminar las hebras parentales de las progenie. Recuerde que el represa metilasa cataliza la transferencia de un grupo metilo a la A de la secuencia pseudopalindrómica GATC en el ADN dúplex. La metilación se retrasa varios minutos después de la replicación. En este intervalo antes de la metilación de la nueva hebra de ADN, el sistema de reparación de errores de apareamiento puede encontrar errores de apareamiento y dirigir su actividad de reparación a los nucleótidos de la hebra recién replicada sin metilar. Por tanto, los errores de replicación se eliminan preferentemente.

El complejo de enzimas MutH-MutL-MutS, o MutHLS, cataliza la reparación de desajustes en E. Los genes que codifican estas enzimas, mutH, mutLy mutS, fueron descubiertos porque las cepas que portan mutaciones en ellos tienen una alta frecuencia de nuevas mutaciones. A esto se le llama fenotipo mutador, y de ahí el nombre mutse le dio a estos genes. No todos los genes mutantes están implicados en la reparación de errores de apareamiento; por ejemplo, las mutaciones en el gen que codifica la enzima correctora de la ADN polimerasa III también tienen un fenotipo mutador. Este gen se descubrió de forma independiente en pruebas de detección de defectos en la replicación del ADN (dnaQ ) y genes mutantes (mutD). Tres grupos de complementación dentro del conjunto de alelos mutantes se han implicado principalmente en la reparación de errores de apareamiento; estos son mutH, mutLy mutS.

MutS reconocerá siete de los ocho posibles pares de bases no emparejados (excepto C: C) y se unirá en ese sitio en el ADN dúplex (Figura 7.16). MutHy MutL (con ATP unido) luego se unen al complejo, que luego se mueve a lo largo del ADN en cualquier dirección hasta que encuentra un motivo GATC hemimetilado, que puede estar a unos pocos miles de pares de bases de distancia. Hasta este punto, la función nucleasa de MutH ha estado inactiva, pero se activa en presencia de ATP en un GATC hemimetilado. Escinde la hebra de ADN no metilado, dejando una muesca 5 'a la G en la hebra que contiene el GATC no metilado (es decir, la nueva hebra de ADN). La misma hebra se corta en el otro lado del desajuste. Las enzimas involucradas en otros procesos de reparación y replicación catalizan los pasos restantes. El segmento de ADN monocatenario que contiene el nucleótido incorrecto debe ser escindido por UvrD, también conocido como helicasa II y MutU. SSB y exonucleasa I también participan en la escisión. A medida que el proceso de escisión forma el espacio, se rellena con la acción concertada de la ADN polimerasa III (figura 7.16.).

Figura 7.16 (parte 1). Reparación de desajustes por MutHLS: reconocimiento del desajuste (mostrado en rojo), identificación de la nueva hebra de ADN (usando el GATC hemimetilado mostrado en azul) y corte para abarcar el GATC no metilado y el nucleótido mal incorporado (G rojo).

Figura 7.16 (parte 2). Reparación de desajustes: escisión del ADN con el nucleótido bu Uvr D mal incorporado (con la ayuda de exonucleasa I y SSB), relleno de espacios con ADN polimerasa III y ligadura.

La reparación de desajustes está altamente conservada y la investigación de este proceso en ratones y humanos está proporcionando nuevas pistas sobre las mutaciones que causan cáncer. E. coli genes mutLy mutSse han identificado en muchas otras especies, incluidos los mamíferos. El avance clave provino del análisis de mutaciones que causan uno de los cánceres hereditarios más comunes, cáncer de colon hereditario sin poliposis(HNPCC). Algunos de los genes que, al mutar, provocan esta enfermedad, codifican proteínas cuyas secuencias de aminoácidos son significativamente similares a las de dos de los MI. colienzimas reparadoras de desajustes. Los genes humanos se llaman hMLH1(para humanos mutLhomólogo 1), hMSH1, y hMSH2(para humanos mutS homólogo 1 y 2, respectivamente). El trabajo posterior ha demostrado que estas enzimas en humanos están involucradas en la reparación de desajustes. Es de suponer que el aumento de la frecuencia de mutación en células deficientes en la reparación de errores de emparejamiento conduce a la acumulación de mutaciones en protooncogenes, lo que da como resultado la desregulación del ciclo celular y la pérdida del control normal sobre la tasa de división celular.

Ejercicio

Los homólogos humanos de las enzimas bacterianas implicadas en la reparación de errores de apareamiento también están implicados en funciones homólogas. Dados los homólogos humanos discutidos anteriormente, ¿qué funciones enzimáticas que se encuentran en la reparación de errores de apareamiento bacteriano también se encuentran en humanos? ¿Qué funciones faltan y, por lo tanto, es probable que las lleve a cabo una enzima no homóloga a las utilizadas en la reparación de errores de apareamiento bacteriano?

Reparación de recombinación (sistema de recuperación)

En los tres tipos de reparación por escisión, los nucleótidos dañados o mal incorporados se cortan del ADN y la hebra restante de ADN se usa para la síntesis de la secuencia de ADN correcta. Sin embargo, esta hebra complementaria no siempre está disponible. A veces, la ADN polimerasa tiene que sintetizarse más allá de una lesión, como un dímero de pirimidina o un sitio AP. Una forma de hacerlo es detenerse en un lado de la lesión y luego reanudar la síntesis unos 1000 nucleótidos más abajo. Esto deja un espacio en la hebra opuesta a la lesión (Figura 7.17).

La información necesaria en el espacio se recupera de la molécula hija normal incorporando una sola hebra de ADN, mediante recombinación mediada por RecA (véase el Capítulo VIII). Esto llena el espacio opuesto al dímero, y el dímero ahora se puede reemplazar mediante reparación por escisión (figura 7.17). El espacio resultante en la hija (previamente) normal se puede rellenar con ADN polimerasa, utilizando la buena plantilla.

Figura 7.17. Reparación de recombinación, un sistema de recuperación de información

Síntesis de translesión

Como se acaba de describir, la ADN polimerasa puede pasar por alto una lesión en la hebra de la plantilla, dejando un espacio. Tiene otra opción cuando se encuentra una lesión de este tipo, que es sintetizar ADN de una manera no dirigida por molde. Se llama síntesis de translesión, derivación de la síntesis o reparación propensa a errores. Este es el último recurso para la reparación del ADN, p. Ej. cuando la reparación no se ha realizado antes de la replicación. En la replicación de translesión, la ADN polimerasa pasa de la síntesis dirigida por molde a catalizar la incorporación de nucleótidos aleatorios. Estos nucleótidos aleatorios suelen ser mutaciones (es decir, en tres de cada cuatro veces), por lo que este proceso también se denomina reparación propensa a errores.

La síntesis de translesión utiliza los productos de la umUCy umuDgenes. Estos genes reciben el nombre de UV nomufenotipo de tabla de mutantes defectuosos en estos genes

Ejercicio

Pregunta 7.11. ¿Por qué las mutaciones en los genes necesarios para la síntesis de translesiones (reparación propensa a errores) conducen a una nofenotipo mutable?

UmuD forma un homodímero que también forma complejos con UmuC. Cuando aumenta la concentración de ADN monocatenario y RecA (por daño del ADN, consulte la siguiente sección), RecA estimula una actividad autoproteasa en UmuD2 para formar UmuD "2. Esta forma escindida ahora está activa en la síntesis translesional. La UmuC en sí misma es una ADN polimerasa. Un complejo de múltiples subunidades que contiene UmuC, la UmuD activada '2 y la subunidad a de la ADN polimerasa III catalizan la síntesis translesional. Los homólogos de la polimerasa UmuC se encuentran en levaduras (RAD30) y humanos (XP-V).

La respuesta SOS

Una batería coordinada de respuestas al daño del ADN en MI. colise conoce como la respuesta SOS. Este nombre se deriva de la llamada de socorro marítimo, "SOS" para "Save Our Ship". Acumulación de daño al ADN, p. Ej. a partir de altas dosis de radiación que rompen la columna vertebral del ADN, se generarán regiones monocatenarias en el ADN. Las cantidades crecientes de ADN monocatenario inducen funciones SOS, que estimulan tanto la reparación de la recombinación como la síntesis translesional que acabamos de comentar.

Las proteínas clave en la respuesta SOS son RecA y LexA. RecA se une a regiones monocatenarias del ADN, lo que activa nuevas funciones en la proteína. Uno de ellos es la capacidad de activar aún más una actividad proteolítica latente que se encuentra en varias proteínas, incluido el represor LexA, el UmuDproteína y el represor codificado por el bacteriófago lambda (Figura 7.18). RecA activada por unión a ADN monocatenario no es en sí misma una proteasa, sino que sirve como co-proteasa, activando la función proteolítica latente en LexA, UmuD y algunas otras proteínas.

En ausencia de daño apreciable en el ADN, la proteína LexA reprime muchos operones, incluidos varios genes necesarios para la reparación del ADN: recA, lexA, uvrA, uvrB y umuC.Cuando la RecA activada estimula su actividad proteolítica, se escinde a sí misma (y a otras proteínas), lo que lleva a la inducción coordinada de los operones regulados por SOS (figura 7.18).

Figura 7.18. RecA y LexA controlan la respuesta SOS.

Sistemas de restricción / modificación

Los sistemas de reparación de ADN discutidos anteriormente operan mediante la vigilancia del genoma en busca de daños o incorporación errónea y luego incorporan máquinas enzimáticas para reparar los defectos. Otros sistemas de vigilancia en genomas bacterianos son sistemas de restricción / modificación. Estos buscan ADN extraño que haya invadido la célula y luego lo destruyen. En efecto, este es otro medio de proteger el genoma del daño que podría resultar de la integración de ADN extraño.

Estos sistemas para proteger la célula bacteriana de la invasión de ADN extraño utilizan una combinación de modificación covalente y restricción por una endonucleasa. Cada especie de bacteria modifica su ADN por metilación en sitios específicos (Figura 7.19). Esto protege al ADN de la escisión por el correspondiente endonucleasa de restricción. Sin embargo, cualquier ADN extraño (por ejemplo, de un bacteriófago infectante o de una especie de bacteria diferente) no se metilará en ese sitio y la endonucleasa de restricción se escindirá allí. El resultado es que el ADN invasor se cortará e inactivará, sin dañar el ADN del huésped.

Figura 7.19. Sistemas de restricción / modificación en bacterias.

Cualquier ADN que escape a la endonucleasa de restricción será un sustrato para la metilasa. Una vez metilada, la bacteria ahora la trata como si fuera su propio ADN, es decir, no la escinde. Este proceso se puede controlar genética y bioquímicamente para ayudar en el trabajo del ADN recombinante. Generalmente, la endonucleasa de restricción se codifica en el rlocus y la metil transferasa está codificada en el metro lugar. Así, pasar un ADN plasmídico a través de un r-m +La cepa (defectuosa en la restricción pero competente para la modificación) la hará resistente a la restricción por parte de cepas con un tipo salvaje r +gene. Para algunos sistemas de restricción / modificación, tanto la endonucleasa como la metiltransferasa están disponibles comercialmente. En estos casos, se puede modificar el ADN extraño (por ejemplo, de humanos) antes de ligarlo en vectores de clonación para protegerlo de la escisión por las endonucleasas de restricción que puede encontrar después de la transformación en bacterias.

Para los sistemas de restricción / modificación de tipo II, la metilación y la restricción se producen en el mismo sitio pseudopalindrómico. Estos son los sistemas más comunes, con una especificidad de secuencia diferente para cada especie bacteriana. Esto ha proporcionado la gran variedad de endonucleasas de restricción que se utilizan con tanta frecuencia en biología molecular.


Ver el vídeo: MECANISMOS DE REPARACIÓN DEL ADN (Julio 2022).


Comentarios:

  1. Kigazuru

    Creo que cometes un error.

  2. Ahmar

    Expreso mi agradecimiento por la asistencia en este asunto.

  3. Bakkir

    Creo que no tienes razón. Estoy seguro. Te invito a discutir. Escribe en PM, nos comunicaremos.

  4. Nazih

    Maravilloso, esta es una respuesta muy valiosa



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